Abstrakt

Chlamydophila pneumoniae (Chl. pneumoniae) została taksonomicznie wyodrębniona ze szczepu TWAR – skrót od dwóch szczepów wyizolowanych od ludzi: TW-183 (materiał z oka dziecka na Tajwanie w 1965 r.) i AR-39 (materiał z wymazu z gardła studenta z ostrymi zmianami w obrębie dróg oddechowych w Seattle w 1983 r.). Podstawą wyodrębnienia gatunku Chl. pneumoniae była unikatowa struktura ciałek elementarnych.Przebieg zakażenia wywołanego przez Chl. pneumoniae często jest bezobjawowy (60-80% zakażeń). Zakażenia objawowe dotyczą górnych dróg oddechowych: zapalenie gardła, krtani, zatok obocznych nosa i dolnych dróg oddechowych: zapalenie oskrzeli i zapalenie płuc. Zakażenie Chl. pneumoniae nierzadko przechodzi w fazę przewlekłą, klinicznie skąpo- lub bezobjawową. Ten przewlekły proces zapalny jest wiązany przez wielu autorów z patogenezą choroby wieńcowej, zapalenia wsierdzia, miażdżycy, nadciśnienia tętniczego, zapalenia naczyń, stwardnienia rozsianego, sarkoidozy, astmy.Bakterie Chl. pneumoniae wykazują swoisty tropizm i aktywność cytotoksyczną w stosunku do nabłonka dróg oddechowych, w których namnażają się i niszczą zakażone komórki na drodze lizy. Wniknięcie tych drobnoustrojów do organizmu człowieka, prowadzi do uruchomienia w pierwszej kolejności nieswoistych, a następnie swoistych mechanizmów odporności i rozwój miejscowego procesu zapalnego.Diagnostyka Chl. pneumoniae powinna być włączona dopiero po wcześniejszym wykluczeniu drobnoustrojów typowych dla zakażeń układu oddechowego. Istotne jest zwrócenie uwagi, że dane epidemiologiczne dotyczące częstości zakażeń Chl. pneumoniae w poszczególnych grupach wiekowych pacjentów są zróżnicowane w zależności od rodzaju metod diagnostycznych wykorzystanych w badaniach.Chlamydie są niewrażliwe na większość antybiotyków stosowanych rutynowo w zakażeniach dróg oddechowych, a są wrażliwe na antybiotyki, które zaburzają syntezę DNA i białek, takie jak: makrolidy, tetracykliny, fluorochinolony.

Wstęp

Bakterie z  rodzaju Chlamydia są przedmiotem badań wielu mikrobiologów i klinicystów ze względu na ich istotne znaczenie jako atypowego czynnika etiologicznego zakażeń dróg oddechowych i wielu przewlekłych chorób, w przebiegu których udział tych drobnoustrojów nie był brany pod uwagę.

Systematyka rodziny Chlamydiaceae

Według Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology rodzinę Chlamydiaceae stanowią dwa rodzaje drobnoustrojów: Chlamydia i Chlamydophila. Do rodzaju Chlamydophila zalicza się 6 gatunków, z czego 4 są chorobotwórcze dla człowieka: Chlamydophila pneumoniae, Chlamydophila psittaci, Chlamydophila felis, Chlamydophila abortus, a niechorobotwórcze to Chlamydophila caviae i Chlamydophila pecorum [45,84]. Chlamydophila pneumoniae (Chl. pneumoniae) może występować u ludzi, koni i misiów koala. Biovary te różnią się między sobą (tabela 1).

Wielu autorów oraz organizacji, mimo zmiany nazwy w 1999 r. na Chlamydophila, nadal używa określania Chlamydia [36,45]. Chl. pneumoniae taksonomicznie wyodrębniono ze szczepu TWAR – skrót od szczepu wyizolowanego od ludzi TW-183 (materiał z oka dziecka na Tajwanie w 1965 r.) i AR-39 (materiał z wymazu z gardła studenta z ostrymi zmianami w obrębie dróg oddechowych w Seattle w 1983 r.). Biotyp Chl. pneumoniae (TWAR) dzieli się na 5 serotypów (AR-277, AR-388, AR-427, AR-231, LR-65). Podstawą wyodrębnienia gatunku Chl. pneumoniae była unikatowa struktura ciałek elementarnych [63,81,84].

Chlamydie należą do grupy drobnoustrojów kosmopolitycznych. Nie mają zdolności do wzrostu na sztucznych pożywkach, a  ich rozwój jest możliwy w  hodowlach komórkowych. Linie komórkowe stosowane do hodowli Chl. pneumoniae to: HeLa 229 (komórki raka szyjki macicy), BHK-21 (nerki chomika), McCoya (komórki fibroblastów mysich) i HL (komórki serca mysiego) czy Hep-2 (komórki nabłonka) [61]. Chlamydie są „pasożytami energetycznymi” ze względu na nabywanie energii z zakażonych komórek – nie mają zdolności do syntetyzowania własnego ATP. Ostanie doniesienia wskazują, że chlamydie mogą nie być pasożytami energii w całym cyklu rozwojowym, a ciałka elementarne nie są obojętne metabolicznie. Analiza grup białek EB ujawniła obecność zaskakująco dużej liczby białek zaangażowanych w syntezę białek i wytwarzania energii w stadium infekcyjnym, w tym enzymów uczestniczących w glikolizie i cyklu TCA (tricarboxylic acid cycle – cyklu kwasu trójkarboksylowego). Niedawne odkrycia sugerują, że może to mieć wpływ na zjadliwość, tropizm do tkanki i adaptację w komórkach gospodarza [80]. Wspólną cechą chlamydii jest cykl rozwojowy, w którym zasadniczą rolę pełnią dwie postaci: ciałko podstawowe (EB) i ciałko siateczkowate (RB) [94].

Chlamydie, chociaż obecnie są zaliczane do bakterii, mają cechy zarówno bakterii, jak i wirusów. Cechami świadczącymi o  przynależności do bakterii są: dwa rodzaje kwasów nukleinowych DNA i RNA, różny kształt (ziarenkowaty, owalny lub okrągły), liczne organelle komórkowe, zróżnicowany profil wrażliwości na niektóre antybiotyki, rozmnażanie przez podział oraz ściana komórkowa podobna do bakterii Gram-ujemnych, choć niemająca pełnej mureiny ze względu na brak kwasu muraminowego. Cechy Chlamydii typowe dla wirusów to: małe rozmiary (0,2-1,3 µm), tworzenie wtrętów wewnątrzcytoplazmatycznych w zakażonych komórkach, brak własnego ATP, zdolność do stymulacji wytwarzania interferonu oraz synteza protein za pomocą własnego aparatu enzymatycznego. Charakterystycznymi cechami rodziny Chlamydiaceae są: wrażliwość na fenol, jodynę, kwasy i  zasady oraz wysokie lub niskie pH środowiska.

Cykl rozwojowy i struktura antygenowa Chl. pneumoniae

Chlamydie mają dwuetapowy cykl rozwojowy. Postacią zakaźną jest ciałko elementarne EB (elementary body) o wielkości około 0,38 µm. Charakterystycznymi cechami EB są gruszkowaty kształt i otoczka stanowiąca 15% masy ciała, zawierająca hemaglutyninę, która ułatwia chlamydiom wnikanie do komórki gospodarza. EB jest postacią infekcyjną, choć niezdolną do podziałów i wykazującą dużą odporność na czynniki środowiskowe. Pierwszym etapem cyklu rozwojowego jest adhezja ciałka EB do komórki docelowej organizmu. W miejscu wniknięcia pojawia się zagłębienie umożliwiające przedostanie się drobnoustrojów w głąb komórki. Po dostaniu się do cytoplazmy EB trafia do wakuoli utworzonej przez fragment błony cytoplazmatycznej komórki. Proces trwa 2-4 h i przebiegiem jest podobny do endocytozy [45,85]. W ciągu następnych 6-8 h ciałko EB powiększa się kilkakrotnie i przekształca w ciałko siateczkowate RB (reticulate body) o wielkości 0,6-1,5 µm. RB jest postacią aktywną metabolicznie zdolną do syntezy DNA, RNA i białek. Ma strukturę mniej zwartą, o masie stanowiącej około 5% masy ciałka elementarnego [114]. Rozluźnienie struktury powoduje wzrost osmotycznej i mechanicznej wrażliwości komórki. Ciałko siateczkowate może istnieć wyłącznie wewnątrzkomórkowo [85,114]. Po 8-12 h otoczka staje się bardziej przepuszczalna, umożliwiając przeniknięcie niezbędnego chlamydiom do życia ATP. RB jest postacią wegetatywną z rozproszonym w całej cytoplazmie DNA. Dzieli się przez podział poprzeczny, który zachodzi także w warunkach sztucznych (pasaż na linii komórkowej). Podział poprzeczny odbywa się w czasie 24-72 h od chwili kolonizacji. W komórce żywiciela tworzy się wtręt IB (inclusion body), który prowadzi do jej zniszczenia. Jednocześnie w obrębie wtrętu duża część RB przekształca się w EB. Wypełniony ciałkami elementarnymi wtręt cytoplazmatyczny pęka i uwalniają się EB. W takiej postaci chlamydie mogą zakażać kolejne zdrowe komórki. Z  jednej zakażonej komórki może zostać uwolnionych od 100 do nawet 1000 EB. Penate Medina i wsp. opisali prawdopodobną rolę sfingomielinazy (SMazy) [85]. Ze względu na nietypowy cykl rozwojowy wewnątrz gospodarza badacze uważają, że tylko niewielka aktywność Smazy pozwala uniknąć wywołania apoptozy w komórkach gospodarza zbyt wcześnie, przed zakończeniem replikacji. Identyfikacja sfingomielinazy na powierzchni Chl. pneumoniae i poznanie jej roli może pomóc w wyjaśnieniu patogenezy zakażeń chlamydiami i doprowadzić do opracowania nowych metod terapeutycznych [85]. Pod wpływem czynników zewnętrznych (antybiotyków, białek szoku termicznego – heat shock protein, HSP) ciałka RB mogą się przekształcić w większe ciałka przetrwałe PB (persistant body), odpowiedzialne za przewlekłe zakażenia [37, 60,114].

Chl. pneumoniae, podobnie jak pozostałe bakterie wewnątrzkomórkowe, wymaga do wzrostu tryptofanu. U  Chl. pneumoniae IFN-γ zwiększa ekspresję enzymu komórkowego 2,3-dwuoksygenazy indoloaminy indukującego rozkład tryptofanu, co zmniejsza jego stężenie w komórce, ale dodatkowo powoduje tworzenie postaci atypowych (AI) – abberant inclusion Chl. pneumoniae, co indukuje rozwój przewlekłego zakażenia. Bakterie należące do rodziny Chlamydiaceae mają cztery rodzaje antygenów.

1. Kompleks lipopolisacharydowy (LPS) antygen grupowoswoisty, rodzajowy, ciepłostały, wspólny dla wszystkich chlamydii, a jego serologicznie aktywną częścią składową, występującą w postaci EB i RB jest KDO – kwas 3-dezoksy-D-manno-2-oktulozowy. Drugi składnik to antygen glikolipidowy zbudowany z glukozy, mannozy, galaktozy i kwasów tłuszczowych o długości łańcucha C17 i C18 [32,84].

2. Swoiste białko błony zewnętrznej MOMP (major outer membrane protein), antygen gatunkowy. MOMP Chl. pneumoniae nie jest białkiem immunodominującym [67,104]. Bierze udział w przemianie EB do wewnątrzkomórkowego RB. Jest też głównym składnikiem osłon komórkowych ciałka podstawowego. W EB MOMP składa się ze zmiennych domen hydrofilnych oraz domen hydrofobowych. W  obrębie RB białko to występuje w formie monomerów. Antygen jest labilny i wrażliwy na czynniki fizyczne i chemiczne. Białka swoiste dla Chl. pneumoniae obecne w surowicy krwi osób zakażonych mają masę cząsteczkową 42, 43, 46, 50, 52, 53 i 60 kDa [37]. Białka o masie 43, 46, 53, 76 kDa są zaliczane do immunostymulujących Chl. pneumoniae i wykazują swoistość gatunkową w reakcjach z surowicami pacjentów w ostrej fazie zakażenia. Dla tych białek są wytwarzane przeciwciała monoklonalne, które wykorzystuje się w diagnostyce zakażeń Chl. pneumoniae [32,114].

3. Polipeptydy, antygen typowo swoisty o ciężarze cząsteczkowym: 15,5; 39,5; 60 i 98 kDa. Antygen o masie 98 kDa jest swoisty dla Chl. pneumoniae oraz wpływa na utrzymanie gruszkowatego kształtu EB dzięki obecności krzyżowych wiązań dwusiarczkowych [9].

4. Chlamydiowe białko szoku termicznego (cHSP 60), antygen swoisty dla Chl. pneumoniae – o masie 60 kD, które bierze udział w  przetrwałych infekcjach ze względu na wysoki stopień homologii z ludzkim białkiem szoku termicznego [37].

Patomechanizm i rodzaje zakażeń wywoływanych przez Chlamydophila pneumoniae

Przebieg zakażenia wywołanego przez Chl. pneumoniae często jest bezobjawowy (60-80%). Zakażenia objawowe dotyczą górnych dróg oddechowych: zapalenie gardła, krtani, zatok obocznych nosa i dolnych dróg oddechowych: zapalenie oskrzeli i zapalenie płuc. Atypowe zapalenie płuc, którego czynnikiem etiologicznym jest ten drobnoustrój, najczęściej przebiega dwuetapowo. We wstępnej fazie pojawiają się objawy ze strony górnych dróg oddechowych, a następnie dochodzi do zapalenia oskrzeli lub zapalenia płuc. Badanie fizykalne często nie wskazuje odchyleń od stanu prawidłowego [68]. Druga faza choroby może się rozwijać nawet po 4-6 tygodniach od objawów wstępnych. Mimo że w większości przypadków chlamydiowe zapalenie płuc ma przebieg łagodny, to jednak u  około 10% może mieć przebieg ciężki, zwłaszcza u  osób w  podeszłym wieku ze współistniejącymi chorobami przewlekłymi [18]. W  6-26% przypadków pozaszpitalnych zapaleń płuc Chl. pneumoniae jest wykrywana w  mieszanych infekcjach (koinfekcjach) – łącznie ze Streptococcus pneumoniae [117].

Zakażenie Chlamydophila pneumoniae nierzadko przechodzi w fazę przewlekłą, klinicznie skąpo- lub bezobjawową. Wielu autorów proces zapalny wiąże z patogenezą choroby wieńcowej, zapalenia wsierdzia, miażdżycy, nadciśnienia tętniczego, zapalenia naczyń, stwardnienia rozsianego, sarkoidozy, astmy [6,16,21,29,56,74]. Zjawisko infekcyjnej indukcji astmy najlepiej poznano w odniesieniu do zakażeń wirusowych, głównie adenowirusami, RSV, rinowirusami [118]. Mniej wiadomo na temat możliwości indukowania astmy przez bakterie. Po raz pierwszy na możliwość związku przyczynowo-skutkowego między astmą a  zakażeniem Chl. pneumoniae zwrócili uwagę Fryden i wsp. [28,54]. W badaniach przeprowadzonych przez Redecke i wsp. stwierdzono, że zakażenie komórek nabłonkowych układu oddechowego oraz makrofagów przez Chl. pneumoniae powoduje wydzielanie cytokin prozapalnych i aktywuje komórki stanu zapalnego, których rolą jest neutralizacja patogenów. Dochodzi do zwiększenia wydzielania czynnika martwicy nowotworów α (TNF-α), IL-1β, IL-4, IL-6, IL-8 [90,95].

W patogenezie przewlekłej obturacyjnej chorobie płuc (POCHP) rozważa się udział Chl. pneumoniae. Czynnikiem sprzyjającym częstszym zakażeniom tym drobnoustrojem jest dym papierosowy, który umożliwia przenikanie patogenu w głąb układu oddechowego. Chlamydiom przypisuje się rolę czynników działających synergistycznie z dymem papierosowym w wywoływaniu przewlekłego stanu zapalnego w tkance płucnej. Chl. pneumoniae wykazuje zdolność indukowania przewlekłej reakcji zapalnej, uszkadzania komórek nabłonka dróg oddechowych oraz porażania aparatu rzęskowego. Powoduje to odsłonięcie podnabłonkowych zakończeń nerwowych i  może sprzyjać nadreaktywności drzewa oskrzelowego na substancje drażniące i alergeny, a tym samym, według niektórych autorów, może zaostrzać przebieg astmy oskrzelowej i POCHP [49]. W ciągu ostatnich lat opublikowano wiele prac podkreślających związek między zakażeniem wywołanym przez Chlamydophila pneumoniae a wystąpieniem objawów choroby wieńcowej. Dane są oparte na wynikach badań serologicznych wykazujących dodatnie wyniki w kierunku swoistych immunoglobulin przeciwko Chl. pneumoniae oraz na wynikach badań zmienionych naczyń wieńcowych, w których ścianie stwierdzono występowanie antygenu Chlamydophila pneumoniae [64].

Trwają również badania u pacjentów z miażdżycą tętnic wieńcowych leczonych antybiotykami z grupy makrolidów [44]. Badania przeprowadzone na niewielkiej grupie pacjentów leczonych azytromycyną, roksytromycyną lub klarytromycyną miały określić czy antybiotyki te są skuteczne w zapobieganiu chorobie wieńcowej. Otrzymano zróżnicowane wyniki, poza tym było kilka ograniczeń, głównie mała liczba osób badanych, krótki czas trwania leczenia oraz obserwacji [34]. Przeprowadzono również 4 duże badania kliniczne u ponad 20 000 pacjentów ze stabilną chorobą wieńcową (WIZARD, ACES, CLARICOR) i ostrym zespołem wieńcowym (PROVE-IT-TIMI) [52]. W  badaniu WIZARD obejmującym ponad 8000 pacjentów nie stwierdzono, w  okresie ponad rocznej obserwacji, wpływu leczenia na niekorzystne wydarzenia kliniczne obejmujące zgon, ponowny zawał serca, hospitalizację z powodu zaostrzenia choroby wieńcowej czy konieczność rewaskularyzacji. Uzyskane wyniki badań nie były znamienne statystycznie. Do ACES włączono 4012 chorych z ostrymi zespołami wieńcowymi (ACS) i porównano skuteczność długotrwałego leczenia azytromycyną (600 mg jeden raz na tydzień przez rok) i  placebo. Chorych obserwowano przez 4 lata w  celu określenia częstości występowania zdarzeń składających się na podstawowy punkt końcowy, czyli zgonów sercowych, niezakończonych zgonem, zawałów serca, zabiegów rewaskularyzacji tętnic wieńcowych oraz ponownych hospitalizacji z powodu niestabilnej choroby wieńcowej. Po 4 latach obserwacji częstość występowania podstawowego punktu końcowego była niemal identyczna w obu grupach: 22,4% w grupie placebo i 22,3% w grupie azytromycyny. W drugim i trzecim roku odnotowano mniejszą liczbę zdarzeń w grupie azytromycyny. Zasada ta jednak była mniej widoczna przy zakończeniu okresu obserwacji [35].

W PROVE-IT-TIMI oceniano 4162 chorych z ACS przyjętych do szpitala w ciągu poprzedzających 10 dni. Chorych randomizowano do leczenia gatifloksacyną (400 mg/dobę 10 dni w każdym miesiącu, a następnie 20 dni bez antybiotykoterapii lub placebo). Taki schemat leczenia powtarzano co miesiąc przez 2 lata. Podstawowy punkt końcowy obejmował śmiertelność, zawały serca, niestabilną chorobę wieńcową wymagającą hospitalizacji, zabiegi rewaskularyzacji tętnic wieńcowych i udary. Badania wykazały, że w porównaniu z placebo gatifloksacyna nie ma korzystnego działania u takich chorych. Również chorzy z podwyższonymi stężeniami białka C-reaktywnego nie odnieśli korzyści. Jest to obserwacja o istotnym znaczeniu, gdyż spodziewano się, że podawanie antybiotyków o działaniu przeciwbakteryjnym i przeciwzapalnym w tej grupie chorych będzie skuteczne. W PROVE-IT-TIMI w czasie obserwacji nie odnotowano zmian miana przeciwciał [10]. Brak skuteczności terapii makrolidami u pacjentów z grup wysokiego ryzyka nie stanowi jednoznacznego dowodu przeciw niekorzystnemu wpływowi zakażenia Chl. pneumoniae na rozwój blaszki miażdżycowej [10,35,52,79].

Wielu autorów wskazuje na związek zakażeń Chl. pneumoniae z  chorobą Alzheimera, która należy do grupy chorób neurodegeneracyjnych i dotyka miliony ludzi na świecie [15]. Choroba jest związana z atrofią neuronów w wybranych regionach mózgu i występuje w 2 postaciach: wczesnej, rozpoczynającej się przed 65 rokiem życia i późnej – po 65 roku życia. Przebieg choroby dzieli się na 3 okresy: otępienia lekkiego, umiarkowanego i głębokiego. Do tej pory nie udało się jednoznacznie wyjaśnić powodów zapadania na chorobę Alzheimera. Wielu badaczy wskazywało na związek między zakażeniem Chl. pneumoniae a występowaniem późnej postaci choroby. Balin i wsp. przeprowadzili badania skrawków z różnych obszarów mózgu u 19 pacjentów z późną postacią choroby oraz w grupie kontrolnej obejmującej osoby zdrowe [3]. Materiał genetyczny Chl. pneumoniae wykryto metodą PCR u 90% badanych, podczas gdy w grupie kontrolnej wyniki dodatnie stwierdzono tylko u 5%. Skłoniło to do bardziej dokładnego przyjrzenia się temu powiązaniu. Kolejne badania nie potwierdziły jednak bezpośredniego związku między infekcją bakteryjną a chorobą Alzheimera, ale nie wykluczyły zwiększonego ryzyka zachorowania na tę chorobę po przejściu zakażenia Chl. pneumoniae. Bakteria wywołuje reakcje zapalne, których czynniki sprzyjają uszkodzeniu neuronów, dochodzi do martwicy tkanek i  zaburzenia apoptozy. W  zainfekowanych komórkach następuje zahamowanie działania kaspazy 3/7, co uniemożliwia apoptozę. Wskutek tego Chl. pneumoniae może wywoływać przedłużoną infekcję. Chroniczne zakażenie w mózgu może doprowadzić do zwyrodnienia tkanki nerwowej, co przyczynia się do rozwoju choroby Alzheimera [31].

Odpowiedź immunologiczna organizmu na antygeny Chlamydophila pneumoniae

Pawlikowska i Deptuła przeprowadzili obszerną analizę piśmiennictwa dotyczącą zjawisk immunologicznych, jakie występują w przebiegu zakażenia ludzkich komórek, wywołanego chlamydiami i chlamydofilami [82]. Bakterie Chl. pneumoniae wykazują swoisty tropizm i  aktywność cytotoksyczną w  stosunku do nabłonka dróg oddechowych, w których namnażają się i niszczą zakażone komórki za pośrednictwem lizy. Wniknięcie tych drobnoustrojów do organizmu człowieka uruchamia najpierw nieswoiste, a następnie swoiste mechanizmy odporności i rozwija miejscowy proces zapalny [92].

Infekcja pierwotna uruchamia pierwszą linię obrony – odporność nieswoistą, umożliwiającą m.in. wytwarzanie sekrecyjnych przeciwciał IgA, które początkowo neutralizują zakażenie przez częściową eliminację chlamydofilii z organizmu [26]. W następnym etapie, po około 24 godzinach od wniknięcia bakterii do organizmu, w  komórkach nabłonka oddechowego gromadzą się fagocyty, głównie leukocyty wielojądrzaste, co stymuluje wydzielanie prozapalnych cytokin aktywujących chemotaktycznie neutrofile, monocyty i limfocyty T [120]. Wykazano, że wytwarzany przez limfocyty T IFN-γ może spowodować zahamowanie cyklu rozwojowego chlamydofilii przez wpływ na zmianę struktury EB i RB do postaci niezakaźnych [24,93]. W  procesie rozwoju odczynu zapalnego wywołanego przez Chl. pneumoniae ważną rolę odgrywają także inne cytokiny prozapalne, IL-1 i TNF-α, których funkcja polega na indukowaniu odpowiedzi immunologicznej wobec patogennych drobnoustrojów i  ich produktów [108]. Szerokie oddziaływanie immunostymulujące tych cytokin prowadzi do aktywacji zarówno limfocytów T, jak i B oraz wpływa na silną ekspresję cząsteczek adhezyjnych na powierzchni komórek śródbłonka, czego skutkiem jest neutralizacja, a następnie eliminacja patogenu [97].

Lipopolisacharydy (LPS) bakteryjnych ścian komórkowych silnie stymulują wytwarzanie TNF-α, aktywującego chemotaktycznie makrofagi, monocyty i neutrofile. Wskazuje się także na istotną rolę TNF-α w  rozwoju odporności przeciwzakaźnej przez wzmaganie sekrecji IFN-γ [48]. Jiang i wsp. stwierdzili, że w przypadku Chl. pneumoniae zarówno LPS, jak i białko błony zewnętrznej – OMP – stymuluje wytwarzanie TNF-α [53].

Wykazano także, że Chl. pneumoniae, bytując w zakażonych komórkach, hamuje fizjologiczny proces apoptozy, odgrywający istotną rolę w rozprzestrzenianiu się tych wewnątrzkomórkowych patogenów [89]. Stosowanie takiej strategii, której mediatorami są TNF-α oraz IL-8, umożliwia patogennym drobnoustrojom przetrwanie w organizmie gospodarza i wykorzystywanie zasobów energetycznych komórek, w których bakterie te pasożytują. Proces nie został w pełni poznany, prawdopodobnie przyczyną tego zjawiska jest blokada szlaków aktywacji kaspaz [27]. Przypuszcza się, że występują predyspozycje genetyczne, ale nie wyjaśniono jak dotąd, jaki dokładnie jest mechanizm przejścia zakażenia w fazę przewlekłą. Istnieją sugestie, że większa zapadalność na rozwój infekcji wywołanych przez bakterie Chl. pneumoniae może mieć związek z polimorfizmem genu dla białka MBL (mannose-binding protein – białko wiążące mannozę), którego podstawową funkcją jest ochrona komórek przed zakażeniem. Stwierdzono, że mniejsza aktywność niektórych alleli tego genu była związana z częstszym występowaniem infekcji wywołanych chlamydofilami [72]. W przypadku zakażeń wywołanych przez bakterie atypowe, w tym również Chl. pneumoniae, które wykazują zdolność do przeżycia wewnątrzkomórkowego, przede wszystkim sprawna odpowiedź typu komórkowego jest odpowiedzialna za usunięcie patogenu [48].

Nabyta odporność przeciwbakteryjna, w której podstawową rolę odgrywają limfocyty T i B, wymaga swoistego rozpoznania bakteryjnych antygenów. W przypadku patogenów wewnątrzkomórkowych umożliwiają to cząsteczki HLA klasy II, które występując na makrofagach, komórkach dendrytycznych czy komórkach śródbłonka eksponują na swojej powierzchni antygeny chalamydofilii, co prowadzi do aktywacji limfocytów CD4 i  wydzielania przez komórki Th2 cytokin: IL-4, IL-5, IL-10, IL-13 będących czynnikami wzrostu i róż- nicowania limfocytów B oraz stymulujących limfocyty B do wytwarzania przeciwciał w przebiegu odpowiedzi humoralnej [105,110].

Rola limfocytów cytotoksycznych T CD8, które do pełnej aktywności wymagają obecności IFN-γ, rozpoznających antygeny peptydowe z udziałem cząsteczek HLA klasy I i ulegających w organizmie człowieka ekspresji na powierzchni wszystkich komórek jądrzastych, to przede wszystkim ochrona przed zakażeniem. Wytworzenie skutecznej odpowiedzi komórkowej, a także swoista aktywacja makrofagów jest związana z wydzielaniem IFN-γ, IL-2 oraz IL-12, które są wytwarzane przez komórki Th1. Inne funkcje limfocytów T CD8, poza aktywnością cytotoksyczną, to wytwarzanie cytokin – interferonu gamma, a także, w niektórych sytuacjach, tłumienie odpowiedzi immunologicznej [71]. Czynniki swoistej odpowiedzi immunologicznej wytwarzane w organizmie pod wpływem obecności antygenów Chlamydophila mogą go chronić przed rozwojem zakażenia lub prowadzić do zmian immunopatologicznych, będących przyczyną rozwoju chorób o podłożu autoimmunologicznym [48]. Wskazuje się na udział białek HSP w patogenezie zmian narządowych związanych z wcześniejszym, typowym zakażeniem przez bakterie Chlamydophila [83].

Epidemiologia zakażeń wywołanych przez Chlamydophila pneumoniae

Człowiek jest najczęstszym źródłem zakażenia, ale także zwierzęta, jako rezerwuar Chl. pneumoniae, powodują szerzenie się tych drobnoustrojów drogą kropelkową [11,94]. Okres wylęgania choroby wynosi około 21 dni [8]. Zakażenia tymi bakteriami występują przez cały rok, jednak ich największe nasilenie obserwuje się w okresie jesienno-zimowym [75,84]. Infekcje mogą się szerzyć epidemicznie, najczęściej w danych literaturowych wskazywano przedszkola czy szkoły jako typowe miejsca, w których dochodzi do szybkiego rozprzestrzeniania się zakażeń, zwracając jednocześnie uwagę na zwiększone nosicielstwo Chl. pneumoniae w  badanych populacjach [4,77]. Wyniki badań epidemiologicznych, przeprowadzonych w  wielu ośrodkach, wskazują, że w  przypadku zdrowych osób nosicielstwo Chl. pneumoniae w drogach oddechowych kształtuje się na poziomie 2-6% [69,98]. Charakterystyczną cechą stanu nosicielstwa jest tzw. cisza serologiczna, która jest związana z brakiem wytwarzania przez organizm swoistych przeciwciał, mimo wykrywania obecności drobnoustrojów w materiale diagnostycznym, co oznacza, że zdrowi nosiciele mogą stanowić źródło zakażenia dla innych.

Objawy typowych zakażeń wywoływanych chlamydofilami mogą być zróżnicowane, od łagodnych do bardziej nasilonych z uporczywym kaszlem, złym samopoczuciem i gorączką oraz poważne, szczególnie gdy dotyczą dolnych dróg oddechowych [9,11]. Przebieg infekcji jest zwykle łagodny, rzadziej ostry, z towarzyszącą niewielką gorączką lub bez podwyższonej ciepłoty ciała, czasem z nieżytem nosa. Cechą charakterystyczną jest chrypka i długo utrzymujący się suchy kaszel, któremu może towarzyszyć zapalenie gardła [17]. W grupie dzieci starszych często obserwuje się także zapalenie migdałków podniebiennych, zatok przynosowych oraz ucha środkowego [6,7]. Ostre zapalenia oskrzeli (OZO) spowodowane zakażeniem tym drobnoustrojem są przyczyną nie więcej niż 1% przypadków OZO przebiegających z kaszlem trwającym dłużej niż 5 dni [17,116]. Bakterie atypowe, takie jak Chl. pneumoniae są przyczyną 5-10% bakteryjnych zaostrzeń w zapaleniu oskrzeli [101]. Chl. pneumoniae wywołuje 1-35% zapaleń płuc u dzieci, występuje częściej powyżej 5 roku życia, a w niektórych badaniach stanowi aż 80% przyczyn zapaleń płuc u dzieci między 10 a 16 rokiem życia [42,119]. Drobnoustrój ten jest identyfikowany w 3-40% przypadków bakteryjnych pozaszpitalnych zapaleń płuc u dorosłych.

Patogen odgrywa także istotną rolę w  schorzeniach przewlekłych oraz jako współistniejący w schorzeniach ostrych – często jest przyczyną zaostrzeń astmy i przewlekłej obturacyjnej choroby płuc [16]. Najczęściej pobieranym materiałem diagnostycznym w przypadku wykrywania antygenów Chl. pneumoniae odpowiedzialnych za typowe zakażenia wywołane tym drobnoustrojem są wymazy z tylnej ściany gardła. Bakterie wykrywano także w migdałkach gardłowych u dzieci poddanych zabiegowi adenotomii [13]. Jak wskazują dane z literatury, zakażenie tym drobnoustrojem częściej występuje u mężczyzn niż u kobiet, natomiast w przypadku dzieci nie stwierdzono zależności między częstością infekcji wywołanych przez Chl. pneumoniae a płcią [20,77,98].

Prewalencja Chl. pneumoniae jest największa wśród dzieci powyżej 5 roku życia, chociaż zastosowanie diagnostyki umożliwiającej wykrywanie tych drobnoustrojów metodą hodowli lub za pomocą innych testów bezpośrednich, takich jak łańcuchowa reakcja polimerazy (PCR) czy immunofluorescencja bezpośrednia, pozwoliło potwierdzić zakażenie patogenem także w przypadku młodszych dzieci [12,87,113].

Udział Chl. pneumoniae w zakażeniach u dzieci w 2011 r. w regionie dolnośląskim był mniejszy w porównaniu z 2009 r. [12]. Przebadano 303 pacjentów z objawami zakażeń układu oddechowego podzielonych na dwie grupy wiekowe – pierwsza grupa obejmowała dzieci w wieku od 20. miesiąca do 4 roku życia i druga od 5 do 18 roku życia oraz 32 bezobjawowe osoby zdrowe z grupy kontrolnej. Wyniki własnych badań z 2011 r. wskazują, że największy udział zakażeń wywołanych Chl. pneumoniae u dzieci przypadał na miesiące zimowe (styczeń– kwiecień), natomiast najmniej wyników dodatnich IF uzyskano w miesiącach letnich (maj–sierpień), co stanowiło odpowiednio 42 i 12%. Nie stwierdzono istotnych różnic w częstości zakażeń wywołanych Chl. pneumoniae w zależności od grupy wiekowej badanych dzieci. Ostre infekcje górnych dróg oddechowych o  etiologii Chl. pneumoniae występują u 3-58% dzieci w każdym wieku. Normann i wsp., wykorzystując metodę PCR stwierdzili obecność Chl. pneumoniae u 10% dzieci poniżej 2 roku życia z ostrymi infekcjami dróg oddechowych, u 19% w wieku 2-4 lat oraz u 21% w grupie 5-16 lat [77]. Natomiast Principi i  Esposito wśród 613 dzieci leczonych w szpitalu z powodu ostrych infekcji dolnych dróg oddechowych u 14,1% potwierdzili zakażenie Chl. pneumoniae [88]. Falck i wsp., stosując metodę PCR wykryli obecność Chl. pneumoniae w wymazach z gardła u 38 (45%) spośród 85 dzieci z ostrą infekcją dróg oddechowych. W grupie kontrolnej wykryto materiał genetyczny Chl. pneumoniae u 5 (5,7%) spośród 93 zdrowych dzieci [25].

Chl. pneumoniae jest zaliczana do bakterii atypowych wywołujących zakażenia w  układzie oddechowym [6,47]. Diagnostyka tego patogenu powinna być włączona dopiero po wcześniejszym wykluczeniu drobnoustrojów typowych dla zakażeń układu oddechowego. Należy zaznaczyć, że dane epidemiologiczne dotyczące częstości zakażeń Chl. pneumoniae w  poszczególnych grupach wiekowych pacjentów są zróżnicowane w zależności od rodzaju metod diagnostycznych wykorzystanych w badaniach. Rozpoznanie zakażeń wywołanych tym drobnoustrojem w większości badań było oparte na wynikach uzyskanych po zastosowaniu tylko jednej metody diagnostycznej, np. testów serologicznych lub metody PCR, rzadziej porównywano wyniki częstości zakażeń uzyskane różnymi metodami, serologicznymi i genetycznymi [5,13,58,70] czy prowadząc hodowlę w  połączeniu z  testem serologicznym albo PCR [115]. Porównanie wyników częstości wykrywania zakażeń wywołanych chlamydofilami, uzyskanych przez poszczególnych autorów, wykazuje wysoki stopień ich zróżnicowania, co najprawdopodobniej ma związek z rodzajem zastosowanej metody diagnostycznej [43].

Istnieje potrzeba opracowania bardziej czułych i swoistych metod diagnostycznych służących do wykrywania Chl. pneumoniae, które pozwoliłyby poszerzyć wiedzę na temat ich epidemiologii i poprawić skuteczność leczenia. Jak potwierdzają liczne badania diagnostyka serologiczna zakażeń Chl. pneumoniae, szczególnie w przypadku niemowląt i małych dzieci, jest utrudniona, ponieważ często nie dochodzi do wytworzenia przeciwciał w odpowiedzi na zakażenie drobnoustrojem [87]. Coraz częściej stosowana w  diagnostyce mikrobiologicznej metoda real-time PCR, reakcja amplifikacji prowadzona w czasie rzeczywistym, ma przewagę nad konwencjonalną metodą PCR, ponieważ wykrywanie DNA drobnoustrojów odbywa się w układzie zamkniętym, w  czasie rzeczywistym, co minimalizuje ryzyko zanieczyszczenia, pozwalając uniknąć błędu w ich identyfikacji [2].

Typowy cykl replikacyjny Chl. pneumoniae, charakterystyczny dla ostrego zakażenia chlamydialnego, pod wpływem mechanizmów obronnych gospodarza, które nie eliminują całkowicie drobnoustroju, może doprowadzić do wytworzenia postaci przetrwałych, niezakaźnych, o atypowej morfologii oraz zmienionych profilach ekspresji genów i przejść w zakażenie przetrwałe [59]. Bytujące wewnątrzkomórkowo bakterie Chl. pneumoniae zdolne do przeżycia wewnątrz monocytów i makrofagów mogą przekraczać barierę śluzówkową dróg oddechowych i prowadzić do rozwoju zmian narządowych [62,100]. Drobnoustroje te najczęściej wnikają wtedy do komórek nabłonkowych pęcherzyków płucnych, komórek śródbłonka, komórek jednojądrzastych, limfocytów T, komórek mięśni gładkich czy komórek glejowych, co zwiększa wydzielania czynników stanu zapalnego i może doprowadzić do rozwoju przewlekłych infekcji [30].

Leczenie zakażeń wywołanych chlamydiami i chlamydofilami

Chlamydie są niewrażliwe na większość antybiotyków stosowanych rutynowo w zakażeniach dróg oddechowych, co wynika z ich szczególnych cech biologicznych, głównie wewnątrzkomórkowej lokalizacji. Bakterie są wrażliwe na antybiotyki, które zaburzają syntezę DNA i białek, takich jak: makrolidy, tetracykliny, fluorochinolony [1,11,99,113]. Minimalne stężenia hamujące wzrost Chl. pneumoniae dla poszczególnych antybiotyków przedstawia tabela 2. Nie ustalono standardowej metody do oznaczania wrażliwości chlamydii na antybiotyki in vitro. Bakterie z rodzaju Chlamydia spp. są oporne na trimetoprim, Chl. pneumoniae jest również oporna na sulfonamidy. Wszystkie chlamydie są oporne na aminoglikozydy i glikopeptydy [96,106].

Wyniki wieloośrodkowych badań dotyczących leczenia zakażeń wywołanych przez Chl. pneumoniae, z wykorzystaniem metody hodowli, wykazały 70-86% skuteczności przy zastosowaniu erytromycyny, klarytromycyny, azytromycyny, lewofloksacyny i moksyfloksacyny w eradykacji tego patogenu z nosogardła u dzieci i dorosłych z pozaszpitalnym zapaleniem płuc [41,91].

Makrolidy wykazują aktywność wobec bakterii atypowych, takich jak chlamydie, która jest skutkiem ich dobrej wewnątrzkomórkowej penetracji (roksytromycyna, a zwłaszcza azytromycyna) [46]. Makrolidy wykazują też działanie przeciwzapalne i immunomodulujące [102,112]. Mechanizm działania makrolidów polega na wiązaniu się z podjednostką 50S rybosomu bakterii, unieczynnianiu tRNA powodującym przedwczesne zakończenie syntezy łańcucha peptydowego (zahamowanie translokacji peptydylotransferazy) [86]. Tetracykliny należą do antybiotyków bakteriostatycznych, a mechanizm ich działania polega na hamowaniu syntezy białek przez odwracalne wiązanie z podjednostką 30S rybosomu bakteryjnego. Spośród tetracyklin w leczeniu zakażeń chlamydiowych stosuje się doksycyklinę. Bardzo ważne jest unikanie w czasie terapii jednoczesnego podawania substancji zmniejszających wchłanianie tetracyklin z przewodu pokarmowego, takich jak: mleko, leki zmniejszające kwaśność soku żołądkowego, preparaty żelaza, związki wapnia, magnezu, glinu [22,23,103].

Fluorochinolony charakteryzują się dobrym przenikaniem do tkanek układu oddechowego wynoszą- cym 75-90% podanej dawki leku. Dzięki koncentracji w makrofagach i granulocytach obojętnochłonnych mają również inną korzystną cechę – wysoki stopień depozycji, wyrażający się nawet ponad 1,5-krotnie większym miejscowym stężeniem leku w stosunku do jego stężenia w surowicy. Spośród fluorochinolonów znaczenie terapeutyczne mają: cyprofloksacyna, pefloksacyna, ofloksacyna, moksyfloksacyna [11].

Chroniczne zakażenia wywołane przez Chl. pneumoniae są często wiązane przez wielu autorów z patogenezą licznych przewlekłych chorób dotąd uważanych za nieinfekcyjne. Jednak badania mające na celu ustalenie związku między zakażeniem Chl. pneumoniae a chorobami przewlekłymi są utrudnione ze względu na brak wystandaryzowanych metod diagnostycznych [65]. FDA (Food and Drug Administration) nie ustaliło „złotego standardu” w diagnostyce chlamydii. Najbardziej prawdopodobne wydaje się powiązanie między zakażeniem Chl. pneumoniae a zaostrzeniem astmy oskrzelowej, które potwierdzono wieloma badaniami epidemiologicznymi i klinicznymi [39,51]. Interesujące, choć kontrowersyjne są doniesienia dotyczące roli, jaką w  leczeniu astmy odgrywają antybiotyki o zakresie działania obejmują- cym chlamydie. Zastosowanie makrolidów, chinolonów, ketolidów i tetracyklin, które mają działanie immunomodulujące, przeciwzapalne i antybakteryjne u pacjentów z astmą jest dyskusyjne z powodu małej liczby badań przeprowadzonych wśród pacjentów z astmą ze stwierdzoną infekcją Chl. pneumoniae [55,107]. Obecnie nie ma wskazań do leczenia antybiotykami przewlekłych chorób, którym towarzyszy infekcja Chl. pneumoniae.

Przypisy

• 1. Aslam S., Hamill R.J., Musher D.M.: Treatment of Clostridium difficile-associateddisease: old therapies and new strategies. LancetInfect. Dis., 2005; 5: 549-557
  Google Scholar
• 2. Baban S.T., Kuehne S.A., Barketi-Klai A., Cartman S.T., Kelly M.L.,Hardie K.R., Kansau I., Collignon A., Minton N.P.: The role of flagella in Clostridium difficile pathogenesis: comparison between a non-epidemicand an epidemic strain. PLoS One, 2013; 8: e73026
  Google Scholar
• 3. Backhed F., Ley R.E., Sonnenburg J.L., Peterson D.A., Gordon J.I.:Host-bacterial mutualism in the human intestine. Science, 2005;307: 1915-1920
  Google Scholar
• 4. Bakken J.S.: Fecal bacteriotherapy for recurrent Clostridium difficileinfection. Anaerobe, 2009; 15: 285-289 5 Barbut F., Richard A., Hamadi K., Chomette V., Burghoffer B., PetitJ.C.: Epidemiology of recurrences or reinfections of Clostridiumdifficile-associated diarrhea. J. Clin. Microbiol., 2000; 38: 2386-2388
  Google Scholar
• 5. Nature, 2001; 410: 1099-1103
  Google Scholar
• 6. Bartlett J.G.: Antibiotic-associated diarrhea. N. Engl. J. Med., 2002;346: 334-339
  Google Scholar
• 7. Bartlett J.G., Chang T.W., Moon N., Onderdonk A.B.: Antibioticinducedlethal enterocolitis in hamsters: studies with eleven agentsand evidence to support the pathogenic role of toxin-producingclostridia. Am. J. Vet. Res., 1978; 39: 1525-1530
  Google Scholar
• 8. Bartoloni A., Mantella A., Goldstein B.P., Dei R., Benedetti M.,Sbaragli S., Paradisi F.: In-vitro activity of nisin against clinical isolatesof Clostridium difficile. J. Chemother., 2004; 16: 119-121
  Google Scholar
• 9. Bauer M.P., Notermans D.W., van Benthem B.H., Brazier J.S., WilcoxM.H., Rupnik M., Monnet D.L., van Dissel J.T., Kuijper E.J., ECDISStudy Group: Clostridium difficile infection in Europe: a hospital-basedsurvey. Lancet, 2011; 377: 63-73
  Google Scholar
• 10. Bengmark S.: Modulation by enteral nutrition of the acute phaseresponse and immune functions. Nutr. Hosp., 2003; 18: 1-5
  Google Scholar
• 11. Boakes S., Ayala T., Herman M., Appleyard A.N., Dawson M.J., CortésJ.: Generation of an actagardine A variant library through saturationmutagenesis. Appl. Microbiol. Biotechnol., 2012; 95: 1509-1517
  Google Scholar
• 12. Borody T.J., Khoruts A.: Fecal microbiota transplantation andemerging applications. Nat. Rev. Gastroenterol. Hepatol., 2011; 9:88-96
  Google Scholar
• 13. Bouma G., Strober W.: The immunological and genetic basis ofinflammatory bowel disease. Nat. Rev. Immunol., 2003; 3: 521-533
  Google Scholar
• 14. Bouza E., Munoz P., Alonso R.: Clinical manifestations, treatmentand control of infections caused by Clostridium difficile. Clin.Microbiol. Infect., 2005; 11 (Suppl. 4): 57-64
  Google Scholar
• 15. Braat H., Rottiers P., Hommes D.W., Huyghebaert N., RemautE., Remon J.P., van Deventer S.J., Neirynck S., Peppelenbosch M.P.,Steidler L.: A phase I trial with transgenic bacteria expressing interleukin-10in Crohn’s disease. Clin. Gastroenterol. Hepatol., 2006;4: 754-759
  Google Scholar
• 16. Branka J.E., Vallette G., Jarry A., Bou-Hanna C., Lemarre P., VanP.N., Laboisse C.L.: Early functional effects of Clostridium difficile toxinA on human colonocytes. Gastroenterology, 1997; 112: 1887-1894
  Google Scholar
• 17. Braun M., Stuber K., Schlatter Y., Wahli T., Kuhnert P., Frey J.:Characterization of an ADP-ribosyltransferase toxin (AexT) fromAeromonas salmonicida subsp. salmonicida. J. Bacteriol., 2002; 184:1851-1858
  Google Scholar
• 18. Buffie C.G., Jarchum I., Equinda M., Lipuma L., Gobourne A.,Viale A., Ubeda C., Xavier J., Pamer E.G.: Profound alterations of intestinalmicrobiota following a single dose of clindamycin results insustained susceptibility to Clostridium difficile-induced colitis. Infect.Immun., 2012; 80: 62-73
  Google Scholar
• 19. Burrowes B., Harper D.R., Anderson J., McConville M., EnrightM.C.: Bacteriophage therapy: potential uses in the control of antibiotic-resistantpathogens. Expert Rev. Anti Infect. Ther., 2011;9: 775-785
  Google Scholar
• 20. Calabi E., Fairweather N.: Patterns of sequence conservation inthe S-layer proteins and related sequences in Clostridium difficile. J.Bacteriol., 2002; 184: 3886-3897
  Google Scholar
• 21. Cassone M., Serra P., Mondello F., Girolamo A., Scafetti S., PistellaE., Venditti M.: Outbreak of Saccharomyces cerevisiae subtype boulardiifungemia in patients neighboring those treated with a probioticpreparation of the organism. J. Clin. Microbiol., 2003; 41: 5340-5343
  Google Scholar
• 22. Castagliuolo I., Kelly C.P., Qiu B.S., Nikulasson S.T., LaMont J.T.,Pothoulakis C.: IL-11 inhibits Clostridium difficile toxin A enterotoxicityin rat ileum. Am. J. Physiol., 1997; 273: G333-G341
  Google Scholar
• 23. Castagliuolo I., LaMont J.T., Nikulasson S.T., Pothoulakis C.: Saccharomycesboulardii protease inhibits Clostridium difficile toxin A effectsin the rat ileum. Infect. Immun., 1996; 64: 5225-5232
  Google Scholar
• 24. Cerquetti M., Serafino A., Sebastianelli A., Mastrantonio P.: Bindingof Clostridium difficile to Caco-2 epithelial cell line and to extracellularmatrix proteins. FEMS Immunol. Med. Microbiol., 2002;32: 211-218
  Google Scholar
• 25. Chang J.Y., Antonopoulos D.A., Kalra A., Tonelli A., Khalife W.T.,Schmidt T.M., Young V.B.: Decreased diversity of the fecal microbiomein recurrent Clostridium difficile-associated diarrhea. J. Infect.Dis., 2008; 197: 435-438
  Google Scholar
• 26. Citron D.M., Tyrrell K.L., Merriam C.V., Goldstein E.J.: Comparativein vitro activities of LFF571 against Clostridium difficile and 630other intestinal strains of aerobic and anaerobic bacteria. Antimicrob.Agents Chemother., 2012; 56: 2493-2503
  Google Scholar
• 27. Clements A.C., Magalhães R.J., Tatem A.J., Paterson D.L., RileyT.V.: Clostridium difficile PCR ribotype 027: assessing the risks of furtherworldwide spread. Lancet Infect. Dis., 2010; 10: 395-404
  Google Scholar
• 28. Cohen S.H., Gerding D.N., Johnson S., Kelly C.P., Loo V.G., McDonaldL.C., Pepin J., Wilcox M.H.: Clinical practice guidelines forClostridium difficile infection in adults: 2010 update by the Societyfor Healthcare Epidemiology of America (SHEA) and the InfectiousDiseases Society of America (IDSA). Infect. Control Hosp. Epidemiol.,2010; 31: 431-455
  Google Scholar
• 29. Dabard J., Dubos F., Martinet L., Ducluzeau R.: Experimental reproductionof neonatal diarrhea in young gnotobiotic hares simultaneouslyassociated with Clostridium difficile and other Clostridiumstrains. Infect. Immun., 1979; 24: 7-11
  Google Scholar
• 30. Ðapa T., Leuzzi R., Ng Y.K., Baban S.T., Adamo R., Kuehne S.A.,Scarselli M., Minton N.P., Serruto D., Unnikrishnan M.: Multiple factorsmodulate biofilm formation by the anaerobic pathogen Clostridiumdifficile. J. Bacteriol., 2013; 195: 545-555
  Google Scholar
• 31. Dethlefsen L., Huse S., Sogin M.L., Relman D.A.: The pervasiveeffects of an antibiotic on the human gut microbiota, as revealed bydeep 16S rRNA sequencing. PLoS Biol., 2008; 6: e280
  Google Scholar
• 32. Didierlaurent A., Sirard J.C., Kraehenbuhl J.P., Neutra M.R.: Howthe gut senses its content. Cell. Microbiol., 2002; 4: 61-72
  Google Scholar
• 33. Dingle T.C., Mulvey G.L., Armstrong G.D.: Mutagenic analysisof the Clostridium difficile flagellar proteins, FliC and FliD, and theircontribution to virulence in hamsters. Infect. Immun., 2011; 79:4061-4067
  Google Scholar
• 34. Dubberke E.R., Wertheimer A.I.: Review of current literature onthe economic burden of Clostridium difficile infection. Infect. ControlHosp. Epidemiol., 2009; 30: 57-66
  Google Scholar
• 35. Dupuy B., Sonenshein A.L.: Regulated transcription of Clostridiumdifficile toxin genes. Mol. Microbiol., 1998; 27: 107-120
  Google Scholar
• 36. Eckburg P.B., Bik E.M, Bernstein C.N., Purdom E., Dethlefsen L.,Sargent M., Gill S.R., Nelson K.E., Relman D.A.: Diversity of the humanintestinal microbial flora. Science, 2005; 308: 1635-1638
  Google Scholar
• 37. Eidhin D.N., Ryan A.W., Doyle R.M., Walsh J.B., Kelleher D.: Sequenceand phylogenetic analysis of the gene for surface layer protein,slpA, from 14 PCR ribotypes of Clostridium difficile. J. Med. Microbiol.,2006; 55: 69-83
  Google Scholar
• 38. Eveillard M., Fourel V., Barc M.C., Kerneis S., Coconnier M.H.,Karjalainen T., Bourlioux P., Servin A.L.: Identification and characterizationof adhesive factors of Clostridium difficile involved in adhesionto human colonic enterocyte-like Caco-2 and mucus-secretingHT29 cells in culture. Mol. Microbiol., 1993; 7: 371-381
  Google Scholar
• 39. Fagan R.P., Albesa-Jové D., Qazi O., Svergun D.I., Brown K.A.,Fairweather N.F.: Structural insights into the molecular organizationof the S-layer from Clostridium difficile. Mol. Microbiol., 2009;71: 1308-1322
  Google Scholar
• 40. Gerding D.N., Johnson S., Peterson L.R., Mulligan M.E., Silva J.Jr.: Clostridium difficile-associated diarrhea and colitis. Infect. Control.Hosp. Epidemiol., 1995; 16: 459-477
  Google Scholar
• 41. Ghantoji S.S., Sail K., Lairson D.R., DuPont H.L., Garey K.W.: Economichealthcare costs of Clostridium difficile infection: a systematicreview. J. Hosp. Infect., 2010; 74: 309-318
  Google Scholar
• 42. Giannasca P.J., Warny M.: Active and passive immunization againstClostridium difficile diarrhea and colitis. Vaccine, 2004; 22: 848-856
  Google Scholar
• 43. Giannasca P.J., Zhang Z.X., Lei W.D., Boden J.A., Giel M.A., MonathT.P., Thomas W.D.Jr.: Serum antitoxin antibodies mediate systemicand mucosal protection from Clostridium difficile disease in hamsters.Infect. Immun., 1999; 67: 527-538
  Google Scholar
• 44. Girardin S.E., Boneca I.G., Carneiro L.A., Antignac A., JéhannoM., Viala J., Tedin K., Taha M.K., Labigne A., Zähringer U., Coyle A.J.,DiStefano P.S., Bertin J., Sansonetti P.J., Philpott D.J.: Nod1 detectsa unique muropeptide from gram-negative bacterial peptidoglycan.Science, 2003; 300: 1584-1587
  Google Scholar
• 45. Girardin S.E., Boneca I.G., Viala J., Chamaillard M., Labigne A.,Thomas G., Philpott D.J., Sansonetti P.J.: Nod2 is a general sensor ofpeptidoglycan through muramyl dipeptide (MDP) detection. J. Biol.Chem., 2003; 278: 8869-8872
  Google Scholar
• 46. Gülke I., Pfeifer G., Liese J., Fritz M., Hofmann F., Aktories K.,Barth H.: Characterization of the enzymatic component of the ADPribosyltransferasetoxin CDTa from Clostridium difficile. Infect. Immun.,2001; 69: 6004-6011
  Google Scholar
• 47. Hall I.C., O’Toole E.: Intestinal flora in new-born infants: witha description of a new pathogenic anaerobe, Bacillus difficilis. Am. J.Dis. Child., 1935; 49: 390-402
  Google Scholar
• 48. Harper D.R., Anderson J., Enright M.C.: Phage therapy: deliveringon the promise. Ther. Deliv., 2011; 2: 935-947
  Google Scholar
• 49. Hasegawa M., Yamazaki T., Kamada N., Tawaratsumida K., KimY.G., Nunez G., Inohara N.: Nucleotide-binding oligomerization domain 1 mediates recognition of Clostridium difficile and induces neutrophilrecruitment and protection against the pathogen. J. Immunol.,2011; 186: 4872-4880
  Google Scholar
• 50. Hayashi F., Smith K.D., Ozinsky A., Hawn T.R., Yi E.C., GoodlettD.R., Eng J.K., Akira S., Underhill D.M., Aderem A.: The innate immuneresponse to bacterial flagellin is mediated by Toll-like receptor
  Google Scholar
• 51. Hennequin C., Janoir C., Barc M.C., Collignon A., Karjalainen T.:Identification and characterization of a fibronectin-binding proteinfrom Clostridium difficile. Microbiology, 2003; 149: 2779-2787
  Google Scholar
• 52. Hennequin C., Porcheray F., Waligora-Dupriet A., Collignon A.,Barc M., Bourlioux P., Karjalainen T.: GroEL (Hsp60) of Clostridiumdifficile is involved in cell adherence. Microbiology, 2001; 147: 87-96
  Google Scholar
• 53. Hryniewicz W, Martirosian G., Ozorowski T.: Zakażenia Clostridiumdifficile: diagnostyka, terapia, profilaktyka. Narodowy InstytutLeków, Warszawa 2011
  Google Scholar
• 54. Jank T., Aktories K.: Structure and mode of action of clostridial glucosylatingtoxins: the ABCD model. Trends Microbiol., 2008; 16: 222-229
  Google Scholar
• 55. Janoir C., Pechine S., Grosdidier C., Collignon A.: Cwp84, a surface-associatedprotein of Clostridium difficile, is a cysteine proteasewith degrading activity on extracellular matrix proteins. J. Bacteriol.,2007; 189: 7174-7180
  Google Scholar
• 56. Jernberg C., Löfmark S., Edlund C., Jansson J.K.: Long-term ecologicalimpacts of antibiotic administration on the human intestinalmicrobiota. ISME J., 2007; 1: 56-66
  Google Scholar
• 57. Johnson A.P.: Drug evaluation: OPT-80, a narrow-spectrum macrocyclicantibiotic. Curr. Opin. Investig. Drugs, 2007; 8: 168-173
  Google Scholar
• 58. Johnson S., Maziade P.J., McFarland L.V., Trick W., Donskey C.,Currie B., Low D.E., Goldstein E.J.: Is primary prevention of Clostridiumdifficile infection possible with specific probiotics? Int. J. Infect.Dis., 2012; 16: e786-e792
  Google Scholar
• 59. Joshi L.T., Phillips D.S., Williams C.F., Alyousef A., Baillie L.: Contributionof spores to the ability of Clostridium difficile to adhere tosurfaces. Appl. Environ. Microbiol., 2012; 78: 7671-7679
  Google Scholar
• 60. Kaur S., Vaishnavi C., Prasad K.K., Ray P., Kochhar R.: Effect ofLactobacillus acidophilus & epidermal growth factor on experimentallyinduced Clostridium difficile infection. Indian J. Med. Res., 2011;133: 434-441
  Google Scholar
• 61. Kelly C.P.: Can we identify patients at high risk of recurrentClostridium difficile infection? Clin. Microbiol. Infect., 2012; 18 (Suppl.6): 21-27
  Google Scholar
• 62. Kim J.M., Lee J.Y., Yoon Y.M., Oh Y.K., Youn J., Kim Y.J.: NF-κBactivation pathway is essential for the chemokine expression in intestinalepithelial cells stimulated with Clostridium difficile toxin A.Scand. J. Immunol., 2006; 63: 453-460
  Google Scholar
• 63. Kirby J.M., Ahern H., Roberts A.K., Kumar V., Freeman Z., AcharyaK.R., Shone C.C.: Cwp84, a surface-associated cysteine protease,plays a role in the maturation of the surface layer of Clostridium difficile.J. Biol. Chem., 2009; 284: 34666-34673
  Google Scholar
• 64. Kotloff K.L., Wasserman S.S., Losonsky G.A., Thomas W.Jr., NicholsR., Edelman R., Bridwell M., Monath T.P.: Safety and immunogenicityof increasing doses of a Clostridium difficile toxoid vaccineadministered to healthy adults. Infect. Immun., 2001; 69: 988-995
  Google Scholar
• 65. Kuehne S.A., Cartman S.T., Heap J.T., Kelly M.L., Cockayne A.,Minton N.P.: The role of toxin A and toxin B in Clostridium difficileinfection. Nature, 2010; 467: 711-713
  Google Scholar
• 66. Kuijper E.J., Coignard B., Tull P., the ESCMID Study Group forClostridium difficile (ESGCD), EU Member States and the EuropeanCentre for Disease Prevention and Control (ECDC): Emergence ofClostridium difficile-associated disease in North America and Europe.Clin. Microbiol. Infect., 2006; 12 (Suppl. 6): 2-18
  Google Scholar
• 67. Kyne L., Hamel M.B., Polavaram R., Kelly C.P.: Health care costsand mortality associated with nosocomial diarrhea due to Clostridiumdifficile. Clin. Infect. Dis., 2002; 34: 346-353
  Google Scholar
• 68. Lavelle E.C., Murphy C., O’Neill L.A., Creagh E.M.: The role ofTLRs, NLRs, and RLRs in mucosal innate immunity and homeostasis.Mucosal Immunol., 2010; 3: 17-28
  Google Scholar
• 69. Lawley T.D., Clare S., Walker A.W., Goluding D., Stabler R.A.,Croucher N., Mastroeni P., Scott P., Raisen C., Mottram L., FairweatherN.F., Wren B.W., Parkhill J., Dougan G.: Antibiotic treatment of Clostridiumdifficile carrier mice triggers a supershedder state, sporemediatedtransmission, and severe disease in immunocompromisedhosts. Infect. Immun., 2009; 77: 3661-3669
  Google Scholar
• 70. Lee J.S., Chung M.J., Seo J.G.: In vitro evaluation of antimicrobialactivity of lactic acid bacteria against Clostridium difficile. Toxicol.Res., 2013; 29: 99-106
  Google Scholar
• 71. Lessa F.C., Gould C.V., McDonald L.C.: Current status of Clostridiumdifficile infection epidemiology. Clin. Infect. Dis., 2012; 55(Suppl. 2): S65-S70
  Google Scholar
• 72. Lievin-Le Moal V., Servin A.L.: The front line of enteric hostdefense against unwelcome intrusion of harmful microorganisms:mucins, antimicrobial peptides, and microbiota. Clin. Microbiol.Rev., 2006; 19: 315-337
  Google Scholar
• 73. Lyerly D.M., Lockwood D.E., Richardson S.H., Wilkins T.D.: Biologicalactivities of toxins A and B of Clostridium difficile. Infect. Immun.,1982; 35: 1147-1150
  Google Scholar
• 74. Lyras D., O’Connor J.R., Howarth P.M., Sambol S.P., Carter G.P.,Phumoonna T., Poon R., Adams V., Vedantam G., Johnson S., GerdingD.N., Rood J.I.: Toxin B is essential for virulence of Clostridiumdifficile. Nature, 2009; 458: 1176-1179
  Google Scholar
• 75. Martins F.S., Nardi R.M., Arantes R.M., Rosa C.A., Neves M.J.,Nicoli J.R.: Screening of yeasts as probiotic based on capacities tocolonize the gastrointestinal tract and to protect against enteropathogenchallenge in mice. J. Gen. Appl. Microbiol., 2005; 51: 83-92
  Google Scholar
• 76. McDonald L.C., Killgore G.E., Thompson A., Owens R.C.Jr., KazakovaS.V., Sambol S.P., Johnson S., Gerding D.N.: An Epidemic, Toxingene-variant strain of Clostridium difficile. N. Engl. J. Med., 2005; 353:2433-2441
  Google Scholar
• 77. McFarland L.V., Mulligan M.E., Kwok R.Y., Stamm W.E.: Nosocomialacquisition of Clostridium difficile infection. N. Engl. J. Med.,1989; 320: 204-210
  Google Scholar
• 78. Meessen-Pinard M., Sekulovic O., Fortier L.C.: Evidence of invivo prophage induction during Clostridium difficile infection. Appl.Environ. Microbiol., 2012; 78: 7662-7670
  Google Scholar
• 79. Merrigan M., Venugopal A., Mallozzi M., Roxas B., ViswanathanV.K., Johnson S., Gerding D.N., Vedantam G.: Human hypervirulentClostridium difficile strains exhibit increased sporulation as well asrobust toxin production. J. Bacteriol., 2010; 192: 4904-4911
  Google Scholar
• 80. Mulvey G.L., Dingle T.C., Fang L., Strecker J., Armstrong G.D.:Therapeutic potential of egg yolk antibodies for treating Clostridiumdifficile infection. J. Med. Microbiol., 2011; 60: 1181-1187
  Google Scholar
• 81. Navaneethan U., Mukewar S., Venkatesh P.G., Lopez R., ShenB.: Clostridium difficile infection is associated with worse long termoutcome in patients with ulcerative colitis. J. Crohns Colitis, 2012;6: 330-336
  Google Scholar
• 82. Pantosti A., Cerquetti M., Viti F., Ortisi G., Mastrantonio P.: Immunoblotanalysis of serum immunoglobulin G response to surfaceproteins of Clostridium difficile in patients with antibiotic-associateddiarrhea. J. Clin. Microbiol., 1989; 27: 2594-2597
  Google Scholar
• 83. Papatheodorou P., Carette J.E., Bell G.W., Schwan C., GuttenbergG., Brummelkamp T.R., Aktories K.: Lipolysis-stimulated lipoproteinreceptor (LSR) is the host receptor for the binary toxin Clostridium difficiletransferase (CDT). Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2011; 108: 16422-16427
  Google Scholar
• 84. Pechine S., Deneve C., Le Monnier A., Hoys S., Janoir C., CollignonA.: Immunization of hamsters against Clostridium difficile infectionusing the Cwp84 protease as an antigen. FEMS Immunol. Med. Microbiol.,2011; 63: 73-81
  Google Scholar
• 85. Pechine S., Gleizes A., Janoir C., Gorges-Kergot R., Barc M.C., DelméeM., Collignon A.: Immunological properties of surface proteinsof Clostridium difficile. J. Med. Microbiol., 2005; 54: 193-196
  Google Scholar
• 86. Pechine S., Janoir C., Boureau H., Gleizes A., Tsapis N., Hoys S., FattalE., Collignon A.: Diminished intestinal colonization by Clostridium difficileand immune response in mice after mucosal immunization with surfaceproteins of Clostridium difficile. Vaccine, 2007; 25: 3946-3954
  Google Scholar
• 87. Pechine S., Janoir C., Collignon A.: Variability of Clostridium difficilesurface proteins and specific serum antibody response in patientswith Clostridium difficile-associated disease. J. Clin. Microbiol.,2005; 43: 5018-5025
  Google Scholar
• 88. Pepin J., Alary M.E., Valiquette L., Raiche E., Ruel J., Fulop K.,Godin D., Bourassa C.: Increasing risk of relapse after treatment ofClostridium difficile colitis in Quebec, Canada. Clin. Infect. Dis., 2005;40: 1591-1597
  Google Scholar
• 89. Poltorak A., He X., Smirnova I., Liu M.Y., Van Huffel C., Du X.,Birdwell D., Alejos E., Silva M., Galanos C., Freudenberg M., RicciardiCastagnoliP., Layton B., Beutler B.: Defective LPS signaling in C3H/HeJ and C57BL/10ScCr mice: mutations in Tlr4 gene. Science, 1998;282: 2085-2088
  Google Scholar
• 90. Pothoulakis C., Gilbert R.J., Cladaras C., Castagliuolo I., SemenzaG., Hitti Y., Montcrief J.S., Linevsky J., Kelly C.P., Nikulasson S., DesaiH.P., Wilkins T.D., LaMont J.T.: Rabbit sucrase-isomaltase containsa functional intestinal receptor for Clostridium difficile toxin A. J. Clin.Invest., 1996; 98: 641-649
  Google Scholar
• 91. Pothoulakis C., LaMont J.T.: Clostridium difficile colitis and diarrhea.Gastroenterol. Clin. North Am., 1993; 22: 623-637
  Google Scholar
• 92. Rea M.C., Clayton E., O’Connor P.M., Shanahan F., Kiely B., RossR.P., Hill C.: Antimicrobial activity of lacticin 3147 against clinicalClostridium difficile strains. J. Med. Microbiol., 2007; 56: 940-946
  Google Scholar
• 93. Rea M.C., Sit C.S., Clayton E., O’Connor P.M., Whittal R.M., ZhengJ., Vederas J.C., Ross R.P., Hill C.: Thuricin CD, a posttranslationallymodified bacteriocin with a narrow spectrum of activity againstClostridium difficile. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2010; 107: 9352-9357
  Google Scholar
• 94. Redelings M.D., Sorvillo F., Mascola L.: Increase in Clostridiumdifficile-related mortality rates, United States, 1999-2004. Emerg.Infect. Dis., 2007; 13: 1417-1419
  Google Scholar
• 95. Riley M.A., Wertz J.E.: Bacteriocins: evolution, ecology, and application.Annu. Rev. Microbiol., 2002; 56: 117-137
  Google Scholar
• 96. Rupnik M.: How to detect Clostridium difficile variant strains ina routine laboratory. Clin. Microbiol. Infect., 2001; 7: 417-420
  Google Scholar
• 97. Ryan A., Lynch M., Smith S.M., Amu S., Nel H.J., McCoy C.E.,Dowling J.K., Draper E., O’Reilly V., McCarthy C., O’Brien J., Ní EidhinD., O’Connell M.J., Keogh B., Morton C.O. i wsp.: A role for TLR4 inClostridium difficile infection and the recognition of surface layerproteins. PLoS Pathog., 2011; 7: e1002076
  Google Scholar
• 98. Savidge T.C., Pan W.H., Newman P., O’Brien M., Anton P.M.,Pothoulakis C.: Clostridium difficile toxin B is an inflammatory enterotoxinin human intestine. Gastroenterology, 2003; 125: 413-420
  Google Scholar
• 99. Sehr P., Joseph G., Genth H., Just I., Pick E., Aktories K.: Glucosylationand ADP ribosylation of Rho proteins: effects on nucleotidebinding, GTPase activity, and effector coupling. Biochemistry,1998; 37: 5296-5304
  Google Scholar
• 100. Sekirov I., Tam N.M., Jogova M., Robertson M.L., Li Y., LuppC., Finlay B.B.: Antibiotic-induced perturbations of the intestinalmicrobiota alter host susceptibility to enteric infection. Infect. Immun.,2008; 76: 4726-4736
  Google Scholar
• 101. Sekulovic O., Meessen-Pinard M., Fortier L.C.: Prophage-stimulatedtoxin production in Clostridium difficile NAP1/027 lysogens.J. Bacteriol., 2011; 193: 2726-2734
  Google Scholar
• 102. Semenyuk E.G., Laning M.L., Foley J., Johnston P.F., Knight K.L.,Gerding D.N., Driks A.: Spore formation and toxin production in Clostridiumdifficile biofilms. PLoS One, 2014; 9: e87757
  Google Scholar
• 103. Sheehan V.M., Sleator R.D., Fitzgerald G.F., Hill C.: Heterologousexpression of BetL, a betaine uptake system, enhances the stress toleranceof Lactobacillus salivarius UCC118. Appl. Environ. Microbiol.,2006; 72: 2170-2177
  Google Scholar
• 104. Sheehan V.M., Sleator R.D., Hill C., Fitzgerald G.F.: Improvinggastric transit, gastrointestinal persistence and therapeutic efficacyof the probiotic strain Bifidobacterium breve UCC2003. Microbiology,2007; 153: 3563-3571
  Google Scholar
• 105. Simor A.E., Bradley S.F., Strausbaugh L.J., Crossley K., NicolleL.E., SHEA Long-Term-Care Committee: Clostridium difficile in longterm-carefacilities for the elderly. Infect. Control Hosp. Epidemiol.,2002; 23: 696-703
  Google Scholar
• 106. Sleator R.D., Francis G.A., O’Beirne D., Gahan C.G., Hill C.: Betaineand carnitine uptake systems in Listeria monocytogenes affectgrowth and survival in foods and during infection. J. Appl. Microbiol.,2003; 95: 839-846
  Google Scholar
• 107. Strobel S., Mowat A.M.: Immune responses to dietary antigens:oral tolerance. Immunol. Today, 1998; 19: 173-181
  Google Scholar
• 108. Sundriyal A., Roberts A.K., Shone C.C., Acharya K.R.: Structuralbasis for substrate recognition in the enzymatic component of ADPribosyltransferasetoxin CDTa from Clostridium difficile. J. Biol. Chem.,2009; 284: 28713-28719
  Google Scholar
• 109. Szajewska H., Ruszczyński M., Radzikowski A.: Probiotics inthe prevention of antibiotic-associated diarrhea in children: a metaanalysisof randomized controlled trials. J. Pediatr., 2006; 149: 367-372
  Google Scholar
• 110. Tasteyre A., Karjalainen T., Avesani V., Delmee M., Collignon A.,Bourlioux P., Barc M.C.: Phenotypic and genotypic diversity of theflagellin gene (fliC) among Clostridium difficile isolates from differentserogroups. J. Clin. Microbiol., 2000; 38: 3179-3186
  Google Scholar
• 111. Torres J.F., Lyerly D.M., Hill J.E., Monath T.P.: Evaluation offormalin-inactivated Clostridium difficile vaccines administered byparenteral and mucosal routes of immunization in hamsters. Infect.Immun., 1995; 63: 4619-4627
  Google Scholar
• 112. Triadafilopoulos G., Pothoulakis C., O’Brien M.J., LaMont J.T.:Differential effects of Clostridium difficile toxins A and B on rabbitileum. Gastroenterology, 1987; 93: 273-279
  Google Scholar
• 113. Tucker K.D., Wilkins T.D.: Toxin A of Clostridium difficile bindsto the human carbohydrate antigens I, X, and Y. Infect. Immun.,1991; 59: 73-78
  Google Scholar
• 114. Ubeda C., Taur Y., Jenq R.R., Equinda M.J., Son T., Samstein M.,Viale A., Socci N.D., van den Brink M.R., Kamboj M., Pamer E.G.: Vancomycin-resistantEnterococcus domination of intestinal microbiotais enabled by antibiotic treatment in mice and precedes bloodstreaminvasion in humans. J. Clin. Invest., 2010; 120: 4332-4341
  Google Scholar
• 115. van Nood E., Vrieze A., Nieuwdorp M., Fuentes S., ZoetendalE.G., de Vos W.M., Visser C.E., Kuijper E.J., Bartelsman J.F., Tijssen J.G.,Speelman P., Dijkgraaf M.G., Keller J.J.: Duodenal infusion of donor fecesfor recurrent Clostridium difficile. N. Engl. J. Med., 2013; 368: 407-415
  Google Scholar
• 116. Waligora A.J., Barc M.C., Bourlioux P., Collignon A., KarjalainenT.: Clostridium difficile cell attachment is modified by environmentalfactors. Appl. Environ. Microbiol., 1999; 65: 4234-4238
  Google Scholar
• 117. Waligora A.J., Hennequin C., Mullany P., Bourlioux P., Collignon A.,Karjalainen T.: Characterization of a cell surface protein of Clostridiumdifficile with adhesive properties. Infect. Immun., 2001; 69: 2144-2153
  Google Scholar
• 118. Ward S.J., Douce G., Dougan G., Wren B.W.: Local and systemicneutralizing antibody responses induced by intranasal immunizationwith the nontoxic binding domain of toxin A from Clostridiumdifficile. Infect. Immun., 1999; 67: 5124-5132
  Google Scholar
• 119. Wemekamp-Kamphuis H.H., Sleator R.D., Wouters J.A., Hill C.,Abee T.: Molecular and physiological analysis of the role of osmolytetransporters BetL, Gbu, and OpuC in growth of Listeria monocytogenesat low temperatures. Appl. Environ. Microbiol., 2004; 70: 2912-2918
  Google Scholar
• 120. Wright A., Drudy D., Kyne L., Brown K., Fairweather N.F.: Immunoreactivecell wall proteins of Clostridium difficile identified byhuman sera. J. Med. Microbiol., 2008; 57: 750-756
  Google Scholar
• 121. Xia Y., Hu H.Z., Liu S., Pothoulakis C., Wood J.D.: Clostridium difficiletoxin A excites enteric neurones and suppresses sympatheticneurotransmission in the guinea pig. Gut, 2000; 46: 481-486
  Google Scholar

Pełna treść artykułu