Zaburzenie homeostazy żelaza w stwardnieniu zanikowym bocznym
Anna Gajowiak 1 , Agnieszka Styś 1 , Rafał R. Starzyński 1 , Robert Staroń 1 , Paweł Lipiński 1Abstrakt
Żelazo jest niezbędne wszystkim komórkom w organizmach ssaków, ale w nadmiarze może być dla nich toksyczne. Mimo znaczącego postępu wiedzy dotyczącej mechanizmów komórkowej i ogólnoustrojowej homeostazy żelaza, jaki dokonał się w minionych 15 latach, molekularne podstawy regulacji metabolizmu żelaza w ośrodkowym układzie nerwowym (OUN) oczekują na wyjaśnienie. Słabo są poznane mechanizmy przemieszczania żelaza w OUN oraz sygnalizacji jego transportu przez bariery krew-mózg oraz krew-płyn mózgowo-rdzeniowy, które oddzielają OUN od układu krążenia. Wiadomo jednak, że nadmiar żelaza będący skutkiem deregulacji metabolizmu tego mikroelementu odgrywa rolę w rozwoju chorób neurodegeneracyjnych, a wśród nich w rozwoju stwardnienia zanikowo bocznego (ALS). ALS jest postępującą patologią, która charakteryzuje się selektywną dysfunkcją neuronów ruchowych w korze mózgowej i w rdzeniu kręgowym. Patogeneza ALS ma złożony charakter, a jednym z czynników biorących w niej udział jest stres oksydacyjny, który narusza komórkową homeostazę żelaza i zwiększa natężenie choroby. O roli żelaza w rozwoju ALS świadczą pozytywne wyniki terapii polegającej na chelatowaniu tego mikroelementu w mysich modelach ALS. Modele te są przydatne w badaniu molekularnych mechanizmów zaburzenia metabolizmu żelaza w neuronach. Są to najczęściej transgeniczne gryzonie, nosiciele zmutowanego ludzkiego genu dysmutazy ponadtlenkowej 1 (SOD1). Mutacje m.in. w tym genie stanowią genetyczne podłoże występowania dziedzicznej postaci ALS u ludzi. Wykorzystując jednak te modele zwierzęce w badaniach nad ALS należy mieć na względzie, że nadekspresja zmutowanego genu SOD1 u myszy i szczurów przeważnie zwiększa aktywność enzymatyczną SOD1, a to zjawisko nie występuje w ludzkiej patologii i samo przez się może prowadzić do zmian w ekspresji genów metabolizmu żelaza.
Wstęp
Właściwości oksydoredukcyjne jonów żelaza są wykorzystywane w wielu reakcjach biochemicznych, na któ- rych opierają się podstawowe procesy biologiczne na poziomie komórki, a także w skali całego organizmu. Żelazo jako funkcjonalny element kofaktorów enzymatycznych (koenzymów i grup prostetycznych) przetrwało drastyczną zmianę, która zaszła w chemicznym składzie atmosfery ziemskiej przed około 300 mln lat, polegającą na tym, że w wyniku procesu fotosyntezy u sinic nastąpił wzrost stężenia tlenu, które z czasem osiągnęło poziom 21% [22]. Interakcja tlenu i żelaza oprócz niezaprzeczalnych korzyści dla funkcjonowania organizmów żywych, niesie ze sobą potencjalne zagrożenie, gdyż tlen utleniając jony żelazawe (Fe2+) do jonów żelazowych (Fe3+) bardzo ogranicza rozpuszczalność żelaza w roztworach fizjologicznych (jony Fe3+ podlegają hydrolizie i polimeryzacji doprowadzając do powstania bardzo słabo rozpuszczalnych związków chemicznych), a tym samym jego biodostępność. Poza tym jony Fe2+ w obecności reaktywnych pochodnych tlenu cząsteczkowego (O2 ) katalizują reakcję Fentona, w któ- rej powstaje rodnik wodorotlenowy (OH. ), charakteryzujący się bardzo silnymi właściwościami utleniającymi, reagujący nieswoiście z bardzo dużymi stałymi szybko- ści reakcji z biomolekułami znajdującymi się w bezpo- średnim sąsiedztwie i przez to uważany za najbardziej reaktywną biotoksynę [6]. Korzyści płynące z udziału żelaza w katalizie bioorganicznej zostały utrzymane dzięki powstaniu w toku ewolucji białek tworzących sieć metaboliczną żelaza. Co istotne, system współdzia- łających ze sobą białek przyczynia się do ograniczenia udziału żelaza w reakcji Fentona. Zapewnienie biodostępności żelaza oraz ograniczenie jego toksyczności to dwa wyznaczniki homeostazy żelaza. W ciągu ostatnich 15 lat wiedza na temat molekularnych podstaw homeostazy żelaza powiększyła się w niespotykanym dotychczas stopniu. Poznano mechanizmy transportu żelaza przez błony biologiczne, regulacji jego stopnia utlenienia, magazynowania, syntezy hemu, biogenezy centrów żelazowo-siarkowych, a także precyzyjnego dostarczania tych kofaktorów do subregionów komórkowych, gdzie są wbudowywane w cząsteczki apoenzymów. Poznano również mechanizmy regulujące zawartość i rozmieszczenie żelaza w komórce i w organizmie. Molekularne podstawy komórkowej i ogólnoustrojowej homeostazy żelaza oraz zaburzenia tych procesów w odpowiedzi na różne czynniki patofizjologiczne były wielokrotnie przedmiotem opracowań [59,60,61,62,63,98,99], w tym artykułów przeglądowych publikowanych na łamach PHMD [59,60,61]. W artykule omówiono zaburzenia metabolizmu żelaza występujące w jednej z najcięższych i jak dotąd nieuleczalnych chorób neurodegeneracyjnych – w stwardnieniu zanikowym bocznym. Deregulacja metabolizmu żelaza prowadząca najczęściej do nadmiernej akumulacji żelaza w różnych strukturach ośrodkowego układu nerwowego (OUN) występuje w wielu chorobach neurodegeneracyjnych o niewyjaśnionej etiologii, takich jak choroba Alzheimera [11], Parkinsona [23], syndrom niespokojnych nóg [3] oraz w chorobach uwarunkowanych genetycznie, takich jak aceruloplazminemia [112], neuroferrytynopatia [17], ataksja Friedreicha [106], czy choroba Huntingtona [7]. Omawiana przez nas patologia występuje pod różnymi terminami. Nawet w polskojęzycznym piśmiennictwie naukowym najbardziej rozpoznawalnym określeniem stwardnienia zanikowego bocznego jest skrót ALS od angielskiej nazwy amyotrophic lateral sclerosis. Używany jest również skrót SLA pochodzący z łaciny (sclerosis lateralis amyotrophica). Ponadto, w USA, od 1941 r. używa się określenia choroba LouGehriga (od nazwiska popularnego amerykańskiego baseballisty, który zapadł na tę chorobę i zmarł w wyniku jej przebiegu [39]). We Francji ALS występuje pod nazwą choroba Charcota od nazwiska francuskiego lekarza Jeana-Martina Charcota, który w 1869 po raz pierwszy zamieścił jej opis [14]. Według klasyfikacji chorób przyjętej przez WHO, ALS należy do grupy chorób neuronu ruchowego (motor neuron disease). Jest to choroba zwyrodnieniowa (degeneracyjna) występująca u ludzi dorosłych. Prowadzi do względnie wybiórczego uszkodzenia i degeneracji obwodowego (dolnego) i ośrodkowego (górnego) neuronu ruchowego w rdzeniu kręgowym oraz w pniu i korze mózgu, wskutek czego dochodzi do postę- pującego niedowładu i porażenia (paraliżu) mięśni i do śmierci wskutek porażenia mięśni oddechowych [76]. ALS występuje z częstotliwością około 2 nowych zachorowań na 100 000 osób w ciągu roku [97]. ALS poświęcane są liczne i wszechstronne prace przeglądowe. Obejmują epidemiologię, patofizjologię, patogenezę, diagnostykę, leczenie, modele zwierzęce ALS, a nawet ekonomiczne skutki jego występowania [16,26,30,58,79,88,102]. Inicjacja i rozwój ALS mają niewątpliwie wieloczynnikowe uwarunkowania. Sugeruje się, że ich wspólną podstawą może być mechanizm o charakterze sprzężenia wyprzedzającego, uruchamiający zaburzenie homeostazy RNA i białka prowadzący do nieuchronnej degeneracji neuronów ruchowych [58].
W artykule skupiono się na omówieniu deregulacji metabolizmu żelaza w ALS jako istotnym, chociaż nie głównym elemencie patogenezy tej choroby. Jak dotychczas wyrywkowe informacje na ten temat można znaleźć w artykułach przeglądowych dotyczących roli żelaza w chorobach neurodegeneracyjnych [32,82]. Punktem wyjścia do omówienia zaburzenia homeostazy żelaza w ALS będzie synteza dotycząca molekularnych podstaw obrotu tego mikroelementu w OUN.
Żelazo w ośrodkowym układzie nerwowym (oun)
Powszechnie wiadomo, że niedobór żelaza jest najczę- ściej występującym niedoborem żywieniowym u ludzi [15] i jest główną przyczyną niedokrwistości [54]. Jest to zrozumiałe ze względu na to, że około 70% żelaza zawartego w organizmie wchodzi w skład hemoglobiny erytrocytów krwi obwodowej, a także ich prekursorów w szpiku kostnym oraz że synteza hemu niezbędna do prawidłowego przebiegu erytropoezy pochłania prawie całą dobową jego podaż w organizmie [4]. O wiele mniej wiadomo, że niedobór żelaza występujący u ludzi w okresie niemowlęcym wpływa na zaburzenie rozwoju mózgu i jego funkcje w dalszym okresie życia, które nie zanikają nawet po skorygowaniu w wyniku zastosowania suplementacji preparatami żelaza [8,64,65]. Oznacza to, że do prawidłowego funkcjonowania mózgu wymagana jest ciągłość dostarczenia odpowiedniej ilości żelaza we wczesnej, neonatalnej fazie rozwoju osobniczego. U dzieci w wieku szkolnym do najbardziej znaczących neurologicznych objawów niedoboru żelaza w wieku niemowlęcym zalicza się trudności w uczeniu się, obniżone zdolności poznawcze, problemy wychowawcze [29,83]. Przypuszcza się, że podłożem tych zjawisk jest hipomielinizacja, zaburzenie procesu mielinizacji, czyli wytwarzania otoczki mielinowej wokół włókien nerwowych w mózgu i rdzeniu przedłużonym [65,83]. Za ten proces są odpowiedzialne komórki gleju – oligodendrocyty [101], które uważa się za komórki o najbardziej intensywnym metabolizmie energetycznym wśród komórek OUN. Wiąże się to z dużą aktywnością żelazozależnych enzymów łańcucha oddechowego, uczestniczących w wytwarzaniu ATP i decyduje o szczególnej wrażliwości oligodendrocytów na niedobór żelaza. Ponadto aktywność enzymów biorących udział w syntezie cholesterolu i kwasów tłuszczowych, prekursorów mieliny, jest determinowana przez kofaktory zawierające jony żelaza [12].
Na przeciwległym biegunie zaburzeń homeostazy żelaza w OUN jest nadmierna jego akumulacja w różnych strukturach mózgu, a także w różnych typach komórek OUN. Stres oksydacyjny, który nasila się w obecności niezwią- zanych z białkami jonów żelaza odgrywa istotną rolę w patogenezie wielu wyżej wymienionych chorób neurodegeneracyjnych. Ogólnoustrojowe przeciążenie organizmu żelazem występujące np. w hemochromatozie, genetycznej chorobie związanej z nadmierną absorpcją żelaza z diety, nie ma odzwierciedlenia w podwyższonym stężeniem żelaza w OUN [27], co sugeruje, że homeostaza żelaza w OUN charakteryzuje się daleko posuniętą autonomią. W tym kontekście wiedza na temat molekularnych podstaw homeostazy żelaza w OUN, a szczególnie molekularnych mechanizmów transportu żelaza z układu krążenia do OUN jest niezwykle istotna dla zrozumienia roli żelaza w patogenezie ALS.
Dostarczenie żelaza do OUN wymaga przekroczenia jednej z 2 barier komórkowych: bariery krew- -mózg (blood-brain barier, BBB) lub bariery krew-płyn mózgowo-rdzeniowy (blood-cerebrospinal fluid barrier, BCSFB) [70,90,91,92]. BBB utworzona jest przez ściśle do siebie przylegające komórki śródbłonka naczyń włosowatych. Komórki śródbłonkowe w BBB są komórkami spolaryzowanymi (podobnie jak enterocyty absorpcyjne, poprzez które odbywa się transport żelaza z przewodu pokarmowego do krwi). Przeciwległe fragmenty ich błon komórkowych kontaktują się z krwią – część apikalna (luminal) oraz z płynem wypełniającym przestrzenie między komórkami mózgu (interstitial fluid) – część bazolaterlana (abluminal). Konstrukcję BBB wzmacniają i uszczelniają perycyty, komórki podobne do komórek mezenchymalnych, które mogą być wbudowywane w sieć naczyń włosowatych, u podstawy komórek śródbłonka na wysokości połączeń międzykomórkowych [53]. Od strony OUN, w tworzeniu BBB uczestniczą astrocyty, największe komórki glejowe, które kontaktują się z komórkami śródbłonkowymi naczyń włosowatych za pomocą wypustek określanych jako stopki ssące (endfeet) [70]. BCSFB występuje na obszarze splotu naczyniówkowego (choroid plexus), struktury wytwarzającej płyn mózgowo-rdzeniowy, występującej w prawie wszystkich częściach układu komorowego mózgowia, w postaci węzłów naczyń włosowatych wpuklonych do światła komór mózgowych [92]. W przeciwieństwie do komórek śródbłonka naczyniowego w obrębie BBB, komórki śródbłonkowe splotu naczyniówkowego są rozdzielone (zjawisko fenestracji), co pozwala na swobodny przepływ substancji rozpuszczonych w surowicy krwi. Właściwą barierą komórkową w splocie naczyniówkowym są ependymocyty (komórki ependymy, czyli wyściółki – warstwy pokrywającej ściany komór mózgu, a także kanału środkowego rdzenia kręgowego), które są typem komórek glejowych, zawierających liczne mikrokosmki na powierzchni zwróconej do światła komór [46].
Głównym nośnikiem jonów żelaza do wszystkich komó- rek organizmu, w tym do komórek OUN jest transferyna (Tf), białko syntetyzowane głównie w hepatocytach i uwalniane do krwi. Jedna cząsteczka Tf wiąże dwa jony żelazowe z powinowactwem 1022M-1 w pH 7,4 [1]. Transport jonów żelaza związanych z Tf do komórek śródbłonka naczyniowego BBB odbywa się w procesie endocytozy za pośrednictwem receptora transferyny 1 (TfR1), który występuje na błonie apikalnej komórek śródbłonkowych jako homodimer, do którego wiążą się 2 cząsteczki holotransferyny [70]. Jest to typowy i najbardziej rozpowszechniony w komórkach ssaków szlak pobierania żelaza. Następny jego etap – transport jonów żelaza z endosomu (po ich uwolnieniu z Tf w kwaśnym środowisku endosomu i redukcji do jonów Fe2+) do cytoplazmy komórek śródbłonka – odbywa się z udziałem transportera metali dwuwartościowych (DMT1) i nie jest już powszechnie akceptowany przez badaczy [75,95]. Cytosol jest punktem wyjściowym, z którego żelazo jest pobierane do syntezy hemu i centrów żelazowo-siarkowych (w cytoplazmie i mitochondriach) w celu utrzymania aktywności enzymów uczestniczących w wielu procesach metabolicznych komórek śródbłonka. Część żelaza, szczególnie jego nadmiar, może być magazynowana w ferrytynie, białku, którego cząsteczka może związać ponad 4 000 atomów tego pierwiastka [38]. Większość żelaza pobrana przez komórki śródbłonka naczyniowego jest transportowana przez błonę podstawną do płynu międzykomórkowego w OUN. W większości komórek ssaków rolę jedynego transportera żelaza do środowiska pozakomórkowego pełni ferroportyna [110]. W procesie uwalniania żelaza z komórek ferroportyna współdziała z zawierającymi jony miedzi ferrooksydazami, ceruloplazminą (Cp) (w makrofagach układu siateczkowo-śródbłonkowego) [77] i hefajstyną (w enterocytach absorpcyjnych w dwunastnicy) [86], które utleniają jony Fe2+ do jonów Fe3+, aby te ostatnie mogły być przyłączone do apo-Tf. Obecność ferroportyny w komórkach śródbłonka naczyń włosowatych BBB różnych gatunków ssaków jest dobrze udokumentowana [70]. Wydaje się, że w tych komórkach ferroportyna współdziała jednocześnie z tymi dwoma ferrooksydazami. Pierwszą z nich jest hefajstyna, którą zlokalizowano na błonie bazolateralnej komórek śródbłonka naczyniowego BBB [68]. Usunięcie hefajstyny z błony komórkowej hodowanych in vitro komórek śródbłonka naczyniowego, przez ograniczenie biodostępno- ści miedzi, całkowicie hamowało transport żelaza z tych komórek [68]. Upośledzona funkcja hefajstyny jest czę- sto rekompensowana przez podwyższoną ekspresję i aktywność ferrooksydazową Cp. Zjawisko to obserwowano w hodowlach oligodendrocytów pozyskanych od noworodków myszy niosących mutację genu hefajstyny (sex-linked anemia, sla) [94]. W wyniku procesu alternatywnego składania genu Cp na bazie jednego pre-mRNA powstają dwa transkrypty: 1) kodujący postać rozpuszczalną Cp (soluble ceruloplasmin, sCp), która jest uwalniana do środowiska pozakomórkowego; 2) kodujący postać błonową Cp (GPI-Cp), która jest zakotwiczona na błonie komórkowej przez glikozylofosfatydyloinozytol (glycosyl phosphatidylinisotol, GPI) [85]. sCp występuje w płynie międzykomórkowym w OUN i jest tam prawdopodobnie uwalniana przez komórki śródbłonka naczyniowego i przez astrocyty [70]. Sugeruje się, że może uczestniczyć w procesie utleniania jonów Fe2+ transportowanych poprzez BBB do OUN. Ponadto, w procesie może uczestniczyć GPI-Cp występująca na błonie astrocytów, które pozostają w ścisłym kontakcie z komórkami śródbłonka naczyniowego BBB. Trzecim białkiem, które wspomaga transport żelaza z tych komórek jest białko prekursorowe β-amyloidu (amyloid-β precursor protein, APP). Wykazano, że APP wchodzi w bezpośrednią interakcję z ferroportyną i stymuluje wypływ żelaza z komó- rek [20]. Początkowo sugerowano, że APP ma aktywność ferrooksydazową [20], ale hipoteza została odrzucona [21]. Wyniki ostatnich badań wskazują na rolę APP w stabilizowaniu ferroportyny na błonie podstawno-bocznej komórek śródbłonka naczyniowego BBB [111].
Utlenione żelazo jest wiązane przez apotransferynę (apo-Tf), która w OUN jest syntetyzowana przez oligodendrocyty i uwalniana do płynu międzykomórkowego [56]. Apo-Tf syntetyzują również astrocyty [114]. Stężenie Tf w płynie międzykomórkowym OUN jest 10-krotnie mniejsze od stężenia Tf w surowicy krwi [91]. Ponadto jest niemal całkowicie wysycona jonami żelaza (fizjologiczne wysycenie Tf surowicy krwi wynosi 30-40%). W tej sytuacji niektórzy autorzy sugerują, że w płynach OUN występuje żelazo niezwiązane z Tf (nontransferrin-bound iron, NTBI), które może tworzyć kompleksy z niskocząsteczkowymi związkami np. z cytrynianem [56,70,100]. NTBI jest postacią żelaza, która nie wystę- puje w warunkach fizjologicznych w surowicy krwi (ze względu na dużą rezerwę apo-Tf). Może natomiast się pojawiać w stanach patologicznych związanych z przeciążeniem organizmu żelazem i uważane jest za postać toksyczną, gdyż jego pobieranie przez komórki pozostaje poza kontrolą molekularnych wewnątrzkomórkowych mechanizmów regulatorowych [10]. Niektórzy autorzy nie wykluczają, że w przeciwieństwie do neuronów, które pobierają żelazo głównie w postaci kompleksu Tf-Fe2 poprzez TfR1 i DMT1 [74], NTBI może być źródłem żelaza komórek charakteryzujących się niską ekspresją TfR1, takich jak oligodendrocyty [99].
Rola splotu naczyniówkowego jako struktury biorą- cej udział w transporcie żelaza z układu krążenia do OUN była początkowo niedoceniana, głównie dlatego, że powierzchnię chłonną tej struktury szacowano na około 50% powierzchni chłonnej komórek w BBB [48]. Dokładne badania wykazały jednak, że z powodu obecności mikrokosmków w ependymocytach całkowita powierzchnia komórek splotu jest 10-krotnie większa niż pierwotnie szacowano [96]. Ponadto przepływ krwi przez naczynia splotu naczyniówkowego jest o około 5 razy większy niż przez naczynia BBB [66]. W świetle tych danych transport żelaza do OUN przez BCSFB nabiera istotnego znaczenia. Potwierdzają to również badania molekularne. Metodą hybrydyzacji in situ zlokalizowano w splocie naczyniówkowym kompletny zestaw bia- łek potencjalnie aktywnych w transporcie żelaza przez bipolarne komórki: TfR1, DMT1, ferroportynę i ceruloplazminę, hefajstynę i ferrireduktazę – Dcytb (duodenal cytochrome b) [91], enzym, który zidentyfikowano po raz pierwszy na błonie apikalnej enterocytów absorpcyjnych dwunastnicy [72]. Białka te nie zostały wykryte w naczyniach włosowatych splotu [92].
Regulacja transportu żelaza do OUN jest stosunkowo mało poznanym zagadnieniem. Ilość żelaza transportowanego do mózgu zmienia się w zależności od okresu postnatalnego rozwoju osobniczego: jest niska tuż po urodzeniu, zwiększa się we wczesnym okresie neonatalnym, następnie maleje i przez długo ustala się na niskim poziomie. U szczura fazy te przypadają na 1 dzień po urodzeniu (nikły transport żelaza do mózgu), okres między 1 a 14 dniem po urodzeniu, w którym następuje gwałtowny wzrost (z maksimum przypadającym wła- śnie na 14 dzień), a następnie równie gwałtowny spadek [70]. Na podstawie badań przeprowadzonych na szczurach McCarthy i Kosman zaproponowali model, według którego ilość żelaza transportowanego do mózgu w tych okresach zależy od ewoluującej interakcji między komórkami śródbłonka naczyń włosowatych tworzących BBB a astrocytami, od ekspresji białek stymulujących uwalnianie żelaza przez BBB (hefajstyna, GPI-Cp i sCp) [70] oraz od zmieniającej się w tych komórkach ekspresji hepcydyny (peptydu hamującego przepływ żelaza przez BBB). Hepcydyna od 15 lat jest uznanym regulatorem ogólnoustrojowej homeostazy żelaza [49,59]. Syntetyzowana głównie w hepatocytach, jest uwalniana do krwi, wiąże się z ferroportyną występującą na błonie komórkowej enterocytów absorpcyjnych i makrofagów układu siateczkowo-śródbłonkowego i indukuje degradację tego białka, ograniczając absorpcję żelaza oraz jego przekierowanie do krwi przez makrofagi [49,59]. Nie ma dowodów wskazujących na udział hepcydyny cyrkulującej w surowicy krwi w regulacji przepływu żelaza przez BBB. Należy jeszcze raz podkreślić, że poza okresem neonatalnym zawartość żelaza w mózgu w niewielkim tylko stopniu zależy od ogólnoustrojowego statusu żelaza [90,91,92]. Jednak gen Hamp, kodujący hepcydynę, ulega ekspresji w wielu strukturach mózgu i rdzenia krę- gowego myszy [81,116]. Ponadto ekspresję hepcydyny na poziomie białka stwierdzono zarówno w neuronach jak i komórkach glejowych [116]. Badania in vitro w systemie kokultur komórkowych wykazały, że obniżenie ekspresji ferroportyny na błonie ludzkich komórek śródbłonka naczyniowego BBB było skutkiem działania hepcydyny uwalnianej przez astrocyty [69]. Urrutia i wsp. wykazali, że stan zapalny indukuje ekspresję genu Hamp właśnie w astrocytach i komórkach mikrogleju (ale nie w neuronach) pobranych z mózgu szczura [104]. U myszy z nokautem genu Hamp stwierdzono podwyższone stę- żenie ferroportyny w komórkach śródbłonka naczyń BBB [34]. Mimo tych informacji rola hepcydyny syntetyzowanej w OUN w regulacji transportu żelaza przez BBB i przez BCSFB oraz w uwalnianiu żelaza przez poszczególne typy komórek OUN pozostaje nieznana. Schemat transportu żelaza przez bariery krew-mózg (BBB) i krew- -płyn mózgowo-rdzeniowy (BCSF) oraz cyrkulacja żelaza w ośrodkowym układzie nerwowym (OUN) przedstawiono na rycinie 1.
Wiadomo, że w komórkach nerwowych wszystkich typów, podobnie jak we wszystkich komórkach ssaków, funkcjonuje potranskrypcyjny mechanizm regulujący wewnątrzkomórkową homeostazę żelaza, pozostający pod kontrolą białek IRP1 i IRP2 (iron regulatory proteins) [99]. Białka te w zależności od statusu żelaza w komórce (niedoboru lub nadmiaru) w sposób skoordynowany regulują procesy transportu żelaza do komórki, jego magazynowania oraz usuwania poza komórkę [60,99]. Celem regulacji jest zapewnienie biodostępności tego mikroelementu w komórce oraz ograniczenia toksyczności. Wydaje się, że kontrola metabolizmu żelaza w poszczególnych komórkach nerwowych przez białka IRP może również odgrywać istotną rolę w obrocie żelaza w OUN (regulacja ilości żelaza uwalnianego przez jedne komórki oraz pobierania przez inne). W ogólnoustrojowym metabolizmie żelaza taką rolę pełnią białka IRP w enterocytach i makrofagach. Dla regulacji metabolizmu żelaza w mózgu szczególne znaczenie może mieć IRP2, gdyż na podstawie przekrojowej analizy ekspresji IRP w tkankach ssaków wykazano, żenajwyższe stężenie IRP2 występuje właśnie w mózgowiu [41]. Wyniki badań grupy Rouault wykazały także, że chociaż u myszy z nokautem genu Irp2 (KO IRP2) nie odnotowano zmian w całkowitej zawartości żelaza w mózgu, to jednak brak aktywności IRP2 wpływa na zwiększenie zawartości żelaza w niektórych strukturach mózgu (które wyszczególniono w [60]) oraz na występowanie zmian neurodegeneracyjnych objawiają- cych się zaburzeniem koordynacji ruchowej [55]. Autorzy sugerują, że bezpośrednią przyczyną degeneracji komórek nerwowych u myszy KO IRP2 może być, paradoksalnie, tzw. funkcjonalny niedobór żelaza. Oznacza to, że żelazo w tych komórkach jest związane głównie z ferrytyną (stąd detekcja złogów żelaza w postaci ferrytyny stwierdzona w preparatach mózgu myszy KO IRP2), której niekontrolowana synteza, z powodu braku głównego represora tego procesu, jakim w mózgu jest IRP2, prowadzi do drastycznego ograniczenia biologicznej dostępności żelaza i zakłócenia przebiegu reakcji biochemicznych związanych z aktywnością jonów tego metalu [44]. Należy podkreślić, że badania Galy- ’ego i wsp. [25] prowadzone na innym modelu myszy KO IRP2, nie potwierdziły obserwacji dotyczących zmian neurodegeneracyjnych opisanych przez badaczy z grupy Rouault [55]. W świetle tej kontrowersji rola białek IRP, a szczególnie IRP2, w utrzymaniu homeostazy żelaza w OUN wciąż oczekuje na wyjaśnienie.
Regulacja metabolizmu żelaza w OUN pozostaje cią- gle procesem kryjącym wiele tajemnic. Słabo poznane są mechanizmy obrotu żelaza w OUN i jego dystrybucji między różnymi strukturami mózgu. Niewyjaśnione pozostają mechanizmy preferencyjnej akumulacji żelaza z wiekiem (u człowieka począwszy od 3 dekady życia) w takich strukturach mózgu jak istota czarna (substantia nigra), skorupa (putamen), jądro ogoniaste (caudate nucleus) [35,37,40,87,115], czy gałka blada (globus pallidus), w której stężenie żelaza jest porównywalne z zawartością żelaza w wątrobie, gdzie są magazynowane jego rezerwy na potrzeby całego organizmu [90]. Nieznane są mechanizmy współdziałania najważniejszych komó- rek w OUN: neuronów, oligodendrocytów, astrocytów i komórek mikrogleju w regulacji metabolizmu żelaza. Identyfikacja komórek odpowiedzialnych za syntezę hepcydyny w OUN oraz mechanizmów regulujących ten proces byłaby niewątpliwie istotnym krokiem w poznaniu regulacji molekularnych szlaków transportu żelaza do OUN, ale również przepływu żelaza między komórkami różnych typów występujących w OUN. Poza tym istotne byłoby poznanie współdziałania osi regulatorowej hepcydyna-ferroportyna z systemem IRP/IRE. Poznania wymagają również molekularne mechanizmy zwrotnego transportu żelaza z mózgu do układu krą- żenia i ich regulacja. Wszystkie wymienione regulacje są niewątpliwie niezbędne do utrzymania homeostazy żelaza w OUN.
Zaburzenie metabolizmu żelaza u pacjentów z als oraz w mysich i komórkowych modelach als
Występowanie zaburzenia metabolizmu żelaza stwierdzono zarówno u pacjentów z ALS, jak i na modelach zwierzęcych tej patologii. O ile jednak analizy żelaza u chorych na ALS dotyczą osób ze sporadyczną postacią ALS (na ogół o nieznanej etiologii), o tyle w badaniach metabolizmu żelaza na modelach zwierzęcych zdecydowanie dominują myszy, nosiciele zmutowanego ludzkiego genu SOD1 (najczęściej SOD1G93A i SOD1G37R). U pacjentów z ALS prawidłowością jest podwyższenie wartości biochemicznych parametrów żelaza w surowicy krwi oraz zmiany stężenia markerów białkowych wskazujących na zaburzenia o charakterze nadmiaru żelaza. Dotyczy to podwyższonego stężenia żelaza w surowicy [107], zwiększonego wysycenia transferyny surowicy krwi jonami żelaza, podwyższonego stężenia ferrytyny [28,43,73,78,107,113] oraz obniżonego stężenia transferyny [45]. W badaniach dużej liczby pacjentów z ALS (n=694), stwierdzono mniejszą przeżywalność (o około 300 dni) chorych z grupy o wyższym stężeniu ferrytyny w porównaniu do chorych wykazujących niższe stężenie tego białka [78]. Inne badania wykazały natomiast, że postęp w rozwoju ALS jest pozytywnie skorelowany ze stężeniem ferrytyny w surowicy [43]. Na podstawie monitorowania stężeń ferrytyny i transferyny w surowicy krwi możliwe jest odróżnienie z 82% dokładnością chorych na ALS od zdrowych osobników [73]. Chociaż w diagnostyce stężenie ferrytyny jest zwykle postrzegane jako typowy marker wskazujący na zawartość żelaza w wątrobie, to jednak interpretując wysokie wartości ferrytyny w surowicy krwi należy wykluczyć wystę- powanie stanu zapalnego, który wpływa na podniesienie stężenia ferrytyny niezależenie od stanu rezerw żelaza w organizmie [109]. Stan zapalny został wykluczony jako przyczyna podwyższonego stężenia ferrytyny w surowicy chorych na ALS przez Goodalla i wsp. [28], jednak ciągle bez odpowiedzi pozostaje intrygujące pytanie o źródło podwyższonego stężenia ferrytyny w surowicy krwi pacjentów z ALS. Niewątpliwie tym źródłem nie jest wątroba, organ niewykazujący zmian w metabolizmie żelaza w przebiegu ALS. Wydaje się, że określenie tego źródła rzuciłoby światło na rolę żelaza w patogenezie ALS.
Dzięki zastosowaniu techniki obrazowania metodą rezonansu magnetycznego [93], u pacjentów z ALS wykryto depozyty żelaza w zakręcie przedśrodkowym (gyrus precentralis) pierwszorzędowej kory ruchowej [42,52]. Powtórne badania tych samych pacjentów, przeprowadzone po 6 miesiącach wykazały powiększenie depozytów [42]. Wyniki badań przyżyciowych potwierdzono wynikami badań histologicznych post mortem, w których zlokalizowano złogi żelaza (barwienie błękitem pruskim – metoda Perlsa) w tych samych strukturach mózgu, w komórkach mikrogleju, w których stwierdzono także podwyższone stężenie ferrytyny [52]. Wzrost zawartości żelaza stwierdzono również w neuronach rdzenia kręgowego, którego próbki pobrano post mortem od chorych na ALS [47]). Z wynikami badań świadczących o gromadzeniu się żelaza w korze ruchowej pacjentów z ALS zbiega się sugestia wskazująca na polimorfizm H63D genu HFE, jako na czynnik zwiększający ryzyko wystąpienia tej patologii u ludzi [80]. Białko HFE (białko hemochromatozy) występujące na błonie komórek syntetyzują- cych hepcydynę (głównie hepatocytów), jest jednym z elementów w szlaku indukcji ekspresji tego peptydu. Mutacje w genie HFE – najczęściej występująca mutacja C282Y, ale również mutacja H63D, prowadzą do przemieszczenia białka z błony komórkowej do cytoplazmy, co wiąże się z utratą jego funkcji w szlaku sygnalizacyjnym. Następuje zmniejszenie syntezy hepcydyny, pocią- gając za sobą zwiększoną absorpcję żelaza z diety i jego nadmierną akumulację w organizmie [2]. W przeciwień- stwie do przytoczonych wyników, autorzy ostatnich badań przeprowadzonych wśród dużej grupy chorych na ALS i osobników zdrowych (odpowiednio 3962 i 5047 osób) z 7 krajów europejskich zdecydowanie przekonują, że polimorfizm H63D nie jest czynnikiem ryzyka występowania ALS i wnioskują o ponowne rozważenie roli HFE w patogenezie ALS [105]. Jako kolejny polimorfizm, który może wpływać na czas trwania choroby u pacjentów ze sporadyczną postacią ALS, typowany jest polimorfizm genu SLC11A2, kodującego białko DMT1 [9]. Chociaż badania metabolizmu żelaza u pacjentów z ALS mają stosunkowo ograniczony zakres, to jednak wyraźnie wskazują na rolę żelaza w patogenezie sporadycznej postaci tej choroby.
Modele zwierzęce (mysie i szczurze) ALS stwarzają o wiele większe możliwości badania molekularnych mechanizmów akumulacji żelaza w neuronach ruchowych w ALS. Są to głównie modele, w których transgeniczne gryzonie są nosicielami zmutowanego ludzkiego genu SOD1, kodującego dysmutazę ponadtlenkową 1 (SOD1; Cu,Zn-SOD), enzym katalizujący reakcję dysproporcjonowania anionorodnika ponadtlenkowego (O2 .-), której produktem jest tlen cząsteczkowy (O2 ) i nadtlenek wodoru (H2 O2 ) [71]. Mutacje w genie SOD1 u ludzi są odpowiedzialne za około ¼ przypadków tzw. postaci rodzinnej ALS (fALS, familial ALS), uwarunkowanej genetycznie, która stanowi zaledwie 10% wszystkich przypadków ALS występujących u ludzi [76]. Dominującą postacią ALS jest tzw. postać sporadyczna ALS (sALS, sporadic ALS), na ogół o nieznanej etiologii. W 1993 r. Rosen i wsp. po raz pierwszy wykazali powiązanie mię- dzy mutacjami w genie SOD1 a występowaniem fALS [89]. Obecnie znanych jest co najmniej 160 mutacji w ludzkim genie SOD1 odpowiedzialnych za występowanie ALS [97]. Chociaż u transgenicznych gryzoni, nosicieli zmutowanego genu SOD1, rozwijają się objawy choroby neuronów ruchowych przypominające te występujące u pacjentów z ALS, to jednak modele te mają swoją specyfikę, która nie występuje u chorych na ALS. Polega ona na tym, że transgeniczne zwierzęta poza własnym prawidłowym genem Sod1, eksprymują (często w wielu kopiach) zmutowany ludzki gen SOD1. Co istotne, większość mutacji genu SOD1 nie wpływa na aktywność enzymu [103], tak więc transgeniczne zwierzęta z nadekspresją zmutowanego genu charakteryzują się podwyższoną aktywnością SOD1 [103]. W naszych badaniach na myszach z nadekspresją genu SOD1G93A (podstawienie glicyny w miejsce alaniny w pozycji 93), utworzonych przez Gurneya i wsp. [31], a skomercjalizowanych przez Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME), wykazaliśmy, że aktywność SOD1 we wszystkich analizowanych organach jest kilkakrotnie wyższa od aktywności u myszy kontrolnych [24]. Turner i Talbot zwracają uwagę na niepożądane działania nadekspresji ludzkiego prawidłowego genu SOD1 u transgenicznych myszy, w tym związane z funkcjonowaniem układu nerwowego [103]. Zwiększona aktywność SOD1 nie występuje w ludzkiej patologii, dlatego na wyniki wskazujące na zmiany w metabolizmie żelaza uzyskane na bazie modeli zwierzęcych ALS należy patrzeć również w kontekście potencjalnej regulacji metabolizmu żelaza przez H2 O2 , jeden z produktów reakcji katalizowanej przez SOD1. Należy podkreślić, że H2 O2 , reaktywna pochodna tlenu, jest znanym czynnikiem transkrypcyjnie i potranskrypcyjnie regulującym ekspresję wielu genów metabolizmu żelaza [62]. Ponadto w obecności jonów Fe2+, H2 O2 może być zredukowany do rodnika OH. , zgodnie z przebiegiem reakcji Fentona.
Powyższe uwagi dotyczące modeli zwierzęcych ALS odnoszą się również do modeli komórkowych, w któ- rych komórki, najczęściej wywodzące się z komórek nowotworowych współczulnego układu nerwowego (neuroblastoma), są transfekowane zmutowanym ludzkim genem SOD1. Zwiększoną akumulację żelaza w neuronach ruchowych stwierdzono w dwóch najczęściej badanych mysich modelach ALS, które charakteryzują się zróżnicowanym tempem rozwoju patologii: szybkim – SOD1G93A [109] i wolnym – SOD1G37R (substytucja glicyny w miejsce argininy w pozycji 46) [45]. U 12-miesięcznych myszy SOD1G37R wykazujących symptomy ALS złogi żelaza zlokalizowano w neuronach ruchowych rdzenia kręgowego w postaci punktowych cytoplazmatycznych inkluzji. W komórkach tych nie stwierdzono ani zwiększonego stężenia cytoplazmatycznej ferrytyny, które zwykle świadczy o podwyższonym statusie żelaza w komórce, ani zwiększonego stężenia TfR1 [45], który ulega ekspresji na błonie komórkowej neuronów i determinuje potencjał transportu żelaza do komórki. Obserwowano natomiast wyraźnie zwiększone stężenie DMT1, co czę- ściowo wyjaśnia molekularny mechanizm gromadzenia żelaza w neuronach ruchowych. Ważną obserwacją poczynioną w tych komórkach jest podwyższone stężenie ferrytyny mitochondrialnej (FtMt) [45], którą zidentyfikowano dopiero w 2001 r. [57]. W przeciwieństwie do wszechobecnej ferrytyny cytoplazmatycznej (wyizolowanej i skrystalizowanej przez Laufbergera w 1936 r. [13]), występowanie FtMt u człowieka i myszy ogranicza się do kilku organów i typów komórek, a wśród nich jej ekspresję na poziomie mRNA i białka stwierdzono w neuronach mózgu i rdzenia kręgowego [57]. Należy dodać, że główna funkcja tego białka polega na ograniczeniu puli labilnego żelaza generującego reakcję Fentona w mitochondriach [57]. Złogi żelaza występują również w komórkach glejowych w rdzeniu kręgowym myszy SOD1G37R wykazujących symptomy ALS. W komórkach tych obserwowano zarówno zwiększone stężenie TfR1, jak i ferrytyny, co jednoznacznie określa molekularne mechanizmy transportu żelaza do tych komórek i jego magazynowania. Chociaż badania Jeonga i wsp. [45] nie identyfikują molekularnych mechanizmów akumulacji żelaza w neuronach ruchowych myszy SOD1G37R, to jednak ogromną ich zaletą jest określenie ekspresji i lokalizacji komórkowej i subkomórkowej niektórych białek metabolizmu żelaza, a także komórkowej dystrybucji żelaza. Badania Wanga i wsp. na mysim modelu ALS o szybkim postępie choroby (nadekspresja ludzkiego zmutowanego genu SOD1G93A) wskazują również na wzrost całkowitego stężenia żelaza w rdzeniu kręgowym transgenicznych myszy w porównaniu do myszy kontrolnych (wzrost 1,5-krotny i 1,8-krotny odpowiednio u myszy 90- i 120-dniowych) [108]. Autorzy stwierdzili również wzrost ekspresji TfR1 (na poziomie białka), ale ponieważ analizę tę przeprowadzono na całkowitych ekstraktach tkankowych otrzymanych z rdzenia kręgowego, wzrostu tego nie można przypisać do danego typu komórek nerwowych w rdzeniu kręgowym [108]. Niewątpliwie ważnym dowodem na udział żelaza w patogenezie ALS w mysich modelach SOD1G93A i SOD1G37R jest terapeutyczne działanie chelatorów żelaza. Traktowanie myszy SOD1G37R lipofilnym chelatorem żelaza SIH (salicyl aldehyde isonicotinoyl hydrazone, hydrazon izotykotynianowy aldehydu salicylowego) poprawiało funkcje lokomotoryczne myszy, ograniczało utratę masy ciała oraz wpływało na przedłużenie życia myszy średnio o 5 tygodni. Analiza histologiczna wykazała większą przeżywalność neuronów rdzenia kręgowego oraz 5-6-krotne zmniejszenie depozytów żelaza w neuronach i komórkach glejowych rdzenia kręgowego [45]. Bardzo podobne efekty terapeutycznego zastosowania innych chelatorów żelaza przenikających do mózgu obserwowano na mysim modelu ALS SOD1G93A [51,108].
W ALS poza degeneracją neuronów ruchowych dochodzi do uszkodzenia i dysfunkcji mięśni szkieletowych. Dobrowolny i wsp. wykazali, że selektywna nadekspresja ludzkiego genu SOD1G93A w mięśniach szkieletowych myszy doprowadza do występowania stresu oksydacyjnego w komórkach mięśniowych, zaburzenia funkcji mitochondriów i postępującej atrofii mięśni, objawów podobnych do tych, które występują u myszy z ogólnoustrojową nadekspresją tego zmutowanego genu [19]. Występowanie zaburzenia metabolizmu żelaza obserwowano w mięśniach szkieletowych szczurów, nosicieli genu SOD1G93A [36,37]. U zwierząt tych stwierdzono podwyższone stężenia podjednostek H- i L-ferrytyny, obserwowano zwiększoną ubikwitynację obu peptydów, co według autorów wskazuje na zaburzenie funkcji ferrytyny jako białka ograniczającego pulę żelaza reaktywnego w reakcji Fentona [36]. Zmiany w ekspresji genów metabolizmu żelaza (H-ferrytyny i ferroportyny) w mię- śniach szkieletowych obserwowano już w stadium presymptomatycznym u szczurów SOD1G93A, ich skutkiem był wzrost zawartości żelaza w mięśniach [38].
Badania na komórkowych modelach ALS, chociaż nie mają bezpośredniego odniesienia do samej patologii, stanowią interesujący punkt wyjścia do analizy molekularnych mechanizmów patogenezy ALS, w tym analizy mechanizmów deregulacji metabolizmu żelaza w ALS. Hadzhieva i wsp. podjęli tego typu badania na ludzkich komórkach neuroblastomy SH-SY5Y stabilnie transfekowanych zmutowanym ludzkim genem SOD1G93A [33]. Jako komórki kontrolne użyli komórek transfekowanych prawidłowym ludzkim genem SOD1. W badaniach obserwowano zwiększenie zawartości żelaza w lizatach komórkowych uzyskanych z komó- rek SOD1G93A w porównaniu do lizatów z komórek kontrolnych. Stwierdzono również zwiększoną ekspresję genów SLC11A2 i TfR1 na poziomie mRNA, co sugeruje mechanizm zwiększonego poboru żelaza przez komórki SOD1G93A. Mimo zwiększonej ekspresji mitoferryny 1 (białka występującego na wewnętrznej błonie mitochondrialnej, transportującego żelazo z cytoplazmy do mitochondriów [84]), nie stwierdzono różnic w zawartości żelaza w mitochondriach izolowanych z komórek SOD1G93A i z komórek SOD1. Interesujące podejście metodyczne przyjęto w badaniach nad komórkowym metabolizmem żelaza prowadzonych na ludzkich komórkach glejaka/gwiaździaka (glioblastoma/astrocytoma cells U373 MG (U373)) z nadekspresją zmutowanych ludzkich genów SOD1G93A (mutacja niewpływająca na aktywność enzymatyczną SOD1) i SOD1H46R (substytucja histydyny w miejsce argininy w pozycji 46), jedną z mutacji leżą- cych u podłoża ALS w rodzinnej postaci ALS, powodują- cej zahamowanie aktywności SOD1) oraz z nadekspresją „dzikiego” genu SOD1 [18]. Stwierdzono, że ekspresja i aktywność SOD1 są najwyższe w komórkach SOD1G93A i SOD1, natomiast w komórkach SOD1H46R ekspresja SOD1 jest nawet niższa niż w komórkach nietransfekowanych. Wykorzystując ten kompleksowy układ doświadczalny stwierdzono zwiększoną ekspresję TfR1 (na poziomie białka) w liniach komórkowych o podwyższonej aktywności SOD1 (SOD1G93A i SOD1), natomiast wzrost ferrytyny obserwowano tylko w komórkach transfekowanych genem „dzikim” (SOD1). Co niemniej istotne, stężenie ferrytyny w obu liniach komórkowych transfekowanych zmutowanymi genami SOD1G93A i SOD1H46R było porównywalne do stężenia tego białka w komórkach nietransfekowanych. Wyniki dobitnie dowodzą, że niektóre zmiany w metabolizmie żelaza obserwowane w badaniach z użyciem modeli zwierzęcych i komórkowych ALS są jedynie skutkiem zwiększonej aktywności enzymatycznej SOD1 i nie wiążą się z występowaniem mutacji w genie SOD1.
Niewiele wiadomo na temat regulacji ekspresji genów metabolizmu żelaza w ALS. Funkcjonowanie systemu IRP/IRE było przedmiotem badań na mysich i komórkowych modelach ALS. Badania proteomiczne prowadzone na asymptomatycznych myszach z nadekspersją SOD1G93A wykazały, że w rdzeniu kręgowym tych zwierząt poziom IRP1 jest 2-3-krotnie mniejszy od poziomu tego białka u myszy kontrolnych [67]. Nasze badania nie potwierdzają jednak tej obserwacji. Analiza poziomu białka IRP1 w rdzeniu kręgowym i w mózgu asymptomatycznych i symptomatycznych myszy SOD1G93A nie wykazała zmian w porównaniu do myszy z nadekspresją dzikiego genu SOD1 oraz w porównaniu do myszy kontrolnych [24]. W rdzeniu kręgowym myszy z nadekspresją SOD1G37R wykazano zwiększenie aktywności wiązania się IRP z IRE w porównaniu do aktywności stwierdzonej u myszy kontrolnych (posiadających jedynie swój własny gen Sod1) [45]. Jednak interpretacja wyniku ze względu na różne wzorce ekspresji genów w róż- nych typach komórek rdzenia kręgowego jest trudna. Ponadto w tych badaniach powraca problem doboru odpowiedniej grupy kontrolnej myszy. Jak wykazują wyniki badań in vitro, aktywację IRP1 (zwiększenie proporcji postaci apo-IRP1 do holo-IRP1) obserwowano zarówno w komórkach transfekowanych SOD1G93A, jak i w komórkach transfekowanych „dzikim” genem SOD1. Oznacza to, że na aktywację IRP1 wpływa zwiększenie aktywności SOD1. Ekspresja mRNA regulowanych przez IRP1 w rdzeniu kręgowym (DMT1, ferroportyny i TfR1) nie była zawsze zgodna z kanonem potranskrypcyjnej regulacji przez apo-IRP1: owszem, w rdzeniu kręgowym obserwowano zwiększoną ekspresję DMT1 (zgodne ze stabilizacją transkryptu DMT1 zawierającego sekwencje IRE w końcu 3’UTR przez apo-IRP1), ale już ekspresja TfR1, który powinien być regulowany podobnie jak DMT1, pozostawała bez zmian [45]. Natomiast ekspresja ferroportyny rosła, gdy tymczasem, apo-IRP1 powinno hamować translację transkryptów zawierających IRE w końcu 5’UTR (w tym translację mRNA ferroportyny) [45]. Oczywiście, system IRP/IRE nie jest jedynym wpływającym na regulację genów metabolizmu żelaza. Zmiany na poziomie mRNA obserwowane w badaniach mysich [45,108] i komórkowych [33] modelach ALS sugerują silną regulację transkrypcyjną, której mechanizmy nie są jednak znane. Jeżeli uwzględni się brak informacji na temat regulacji metabolizmu żelaza w ALS przez hepcydynę, to staje się oczywiste, że molekularne mechanizmy zaburzenia homeostazy żelaza w ALS wymagają jeszcze wielu badań.
Uważa się, że stres oksydacyjny odgrywa jedną z głównych ról w degeneracji neuronów ruchowych występującej w ALS [5]. W przypadkach fALS uwarunkowanego mutacjami w genie SOD1 oraz w mysich modelach ALS z nadekspresją zmutowanego ludzkiego genu SOD1, źró- dłem nadmiaru reaktywnych pochodnych tlenu cząsteczkowego może być nabycie nowej funkcji (gain of function) przez SOD1, syntetyzowanej na bazie zmutowanego genu. Nowa aktywność SOD1 może polegać na zdolności generowania rodnika hydroksylowego, a także na zdolności katalizowania reakcji peroksydacji. Wiadomo, że w warunkach stresu oksydacyjnego następuje zaburzenie wewnątrzkomórkowej homeostazy żelaza [62], czego skutkiem jest zwiększenie tzw. labilnej puli żelaza, aktywnego w reakcji Fentona [50]. Wydaje się więc, że deregulacja homeostazy żelaza w neuronach ruchowych jest przede wszystkim czynnikiem zwiększającym natężenie stresu oksydacyjnego, czego dowodem są częściowo pozytywne skutki terapii z zastosowanie chelatorów żelaza u myszy, nosicieli zmutowanego genu SOD1. Nie wydaje się prawdopodobne, jak rozważają to niektórzy autorzy [33], aby zmiany w ekspresji genów metabolizmu żelaza w ALS wyprzedzały w czasie i indukowały występowanie stresu oksydacyjnego.
Przypisy
- 1. Aisen P., Leibman A., Zweier J.: Stoichiometric and site characteristicsof the binding of iron to human transferrin. J. Biol. Chem.,1978; 253: 1930-1937
Google Scholar - 2. Alexander J., Kowdley K.V.: HFE-associated hereditary hemochromatosis.Genet. Med., 2009;11: 307-313
Google Scholar - 3. Allen R.P., Earley C.J.: The role of iron in restless legs syndrome.Mov. Disord. 2007; 22: S440-S448
Google Scholar - 4. Andrews N.C.: Forging a field: the golden age of iron biology.Blood, 2008; 112: 219-230
Google Scholar - 5. Barber S.C., Mead R.J., Shaw P.J.: Oxidative stress in ALS: a mechanismof neurodegeneration and a therapeutic target. Biochim. Biophys.Acta, 2006; 1762: 1051-1067
Google Scholar - 6. Bartosz G.: Druga twarz tlenu. Wydawnictwo Naukowe PWN,Warszawa 2003 7 Bartzokis G., Cummings J., Perlman S., Hance D.B., Mintz J.: Increasedbasal ganglia iron levels in Huntington disease. Arch. Neurol.,1999; 56: 569-574
Google Scholar - 7. tesla MRI and pathology. PLoS One, 2012; 7: e35241
Google Scholar - 8. Beard J.L.: Why iron deficiency is important in infant development.J. Nutr., 2008; 138: 2534-2536
Google Scholar - 9. Blasco H., Vourch P., Nadjar Y., Ribourtout B., Gordon P.H.,Guettard Y.O., Camu W., Praline J., Meininger V., Andres C.R., CorciaP.: Association between divalent metal transport 1 encoding gene(SLC11A2) and disease duration in amyotrophic lateral sclerosis. J.Neurol. Sci., 2011; 303: 124-127
Google Scholar - 10. Brissot P., Ropert M., Le Lan C., Loréal O.: Non-transferrin boundiron: a key role in iron overload and iron toxicity. Biochim. Biophys.Acta, 2012; 1820: 403-410
Google Scholar - 11. Bush A.I.: The metal theory of Alzheimer’s disease. J. AlzheimersDis., 2013; 33: S277-S281
Google Scholar - 12. Cammer W.: Oligodendrocyte associated enzymes. W: Oligodendroglia.red., W.T. Norton, New York: Plenum, 1984, 199-232
Google Scholar - 13. Cermák J., Neuwirt J.: A half century since the isolation of crystallineferritin by Professor Laufberger. Vnitr. Lek., 1986; 32: 833-835
Google Scholar - 14. Charcot J.M., Joffroy A.: Deux cas d’atrophie musculaire progressiveavec lesions de la substance grise et des faiseaux anterolaterauxde la moelle epiniere. Arch. Physiol. Neurol. Pathol., 1869; 2: 744-754
Google Scholar - 15. Clark S.F.: Iron deficiency anemia: diagnosis and management.Curr. Opin. Gastroenterol. 2009; 25: 122-128
Google Scholar - 16. Cozzolino M., Ferri A., Valle C., Carrì M.T.: Mitochondria andALS: implications from novel genes and pathways. Mol. Cell. Neurosci.,2013; 55: 44-49
Google Scholar - 17. Curtis A.R., Fey C., Morris C.M., Bindoff L.A., Ince P.G., ChinneryP.F., Coulthard A., Jackson M.J., Jackson A.P., McHale D.P., Hay D.,Barker W.A., Markham A.F., Bates D., Curtis A., Burn J.: Mutation inthe gene encoding ferritin light polypeptide causes dominant adultonsetbasal ganglia disease. Nat. Genet., 2001; 28: 350-354
Google Scholar - 18. Danzeisen R., Achsel T., Bederke U., Cozzolino M., Crosio C., FerriA., Frenzel M., Gralla E.B., Huber L., Ludolph A., Nencini M., Rotilio G.,Valentine J.S., Carrì M.T.: Superoxide dismutase 1 modulates expressionof transferrin receptor. J. Biol. Inorg. Chem., 2006; 11: 489-498
Google Scholar - 19. Dobrowolny G., Aucello M., Rizzuto E., Beccafico S., MammucariC., Boncompagni S., Belia S., Wannenes F., Nicoletti C., Del Prete Z.,Rosenthal N., Molinaro M., Protasi F., Fanò G., Sandri M., Musarò A.:Skeletal muscle is a primary target of SOD1G93A-mediated toxicity.Cell Metab., 2008; 8: 425-436
Google Scholar - 20. Duce J.A., Tsatsanis A., Cater M.A., James S.A., Robb E., Wikhe K.,Leong S.L., Perez K., Johanssen T., Greenough M.A., Cho H.H., GalatisD., Moir R.D., Masters C.L., McLean C. i wsp.: Iron-export ferroxidaseactivity of β-amyloid precursor protein is inhibited by zinc in Alzheimer’sdisease. Cell, 2010; 142: 857-867
Google Scholar - 21. Ebrahimi K.H., Hagedoorn P.L., Hagen W.R.: A synthetic peptidewith the putative iron binding motif of amyloid precursor protein(APP) does not catalytically oxidize iron. PLoS One, 2012; 7: e40287
Google Scholar - 22. Farquhar J., Zerkle A.L., Bekker A.: Geological constraints on theorigin of oxygenic photosynthesis. Photosynth. Res., 2011; 107: 11-36
Google Scholar - 23. Friedman A., Gałązka-Friedman J.: The history of the researchof iron in parkinsonian substantia nigra. J. Neural. Transm., 2012;119: 1507-1510
Google Scholar - 24. Gajowiak A., Styś A., Starzyński R.R, Bednarz A., Lenartowicz M.,Staroń R., Lipiński P.: Mice overexpressing both non-mutated human SOD1 and mutated SOD1G93A genes: a competent experimental modelfor studying iron metabolism in amyotrophic lateral sclerosis. Front.Mol. Neurosci., 2016; 8: 82
Google Scholar - 25. Galy B., Ferring D., Minana B., Bell O., Janser H.G., MuckenthalerM., Schümann K., Hentze M.W.: Altered body iron distribution andmicrocytosis in mice deficient in iron regulatory protein 2 (IRP2).Blood, 2005; 106: 2580-2589
Google Scholar - 26. Gladman M., Zinman L.: The economic impact of amyotrophiclateral sclerosis: a systematic review. Expert Rev. Pharmacoecon.Outcomes Res., 2015; 15: 439-450
Google Scholar - 27. Golub M.S., Germann S.L., Araiza R.S., Reader J.R., Griffey S.M.,Lloyd K.C.: Movement disorders in the Hfe knockout mouse. Nutr.Neurosci., 2005; 8: 239-244
Google Scholar - 28. Goodall E.F., Haque M.S., Morrison K.E.: Increased serum ferritinlevels in amyotrophic lateral sclerosis (ALS) patients. J. Neurol.,2008; 255: 1652-1656
Google Scholar - 29. Grantham-McGregor S., Ani C.: A review of studies on the effectof iron deficiency on cognitive development in children. J. Nutr.,2001; 131: 649S-666S
Google Scholar - 30. Grieb P.: Transgenic models of amyotrophic lateral sclerosis.Folia Neuropathol., 2004; 42: 239-248
Google Scholar - 31. Gurney M.E., Pu H., Chiu A.Y., Dal Canto M.C., Polchow C.Y., AlexanderD.D., Caliendo J., Hentati A., Kwon Y.W, Deng H.X. i wsp.: Motorneuron degeneration in mice that express a human Cu,Zn superoxidedismutase mutation. Science, 1994; 264: 1772-1775
Google Scholar - 32. Hadzhieva M., Kirches E., Mawrin C.: Review: iron metabolismand the role of iron in neurodegenerative disorders. Neuropathol.Appl. Neurobiol., 2014; 40: 240-57
Google Scholar - 33. Hadzhieva M., Kirches E., Wilisch-Neumann A., Pachow D., WalleschM., Schoenfeld P., Paege I., Vielhaber S., Petri S., Keilhoff G.,Mawrin C.: Dysregulation of iron protein expression in the G93A modelof amyotrophic lateral sclerosis. Neuroscience, 2013; 230: 94-101
Google Scholar - 34. Hadziahmetovic M., Song Y., Ponnuru P., Iacovelli J., Hunter A.,Haddad N., Beard J., Connor J.R., Vaulont S., Dunaief J.L.: Age-dependentretinal iron accumulation and degeneration in hepcidin knockoutmice. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci., 2011; 52: 109-118
Google Scholar - 35. Hallgren B, Sourander P.: The effect of age on the non-haeminiron in the human brain. J. Neurochem., 1958; 3: 41-51
Google Scholar - 36. Halon M., Kaczor J.J., Ziółkowski W., Flis D.J., Borkowska A., PopowskaU., Nyka W., Wozniak M., Antosiewicz J.: Changes in skeletalmuscle iron metabolism outpace amyotrophic lateral sclerosis onsetin transgenic rats bearing the G93A hmSOD1 gene mutation. FreeRadic. Res., 2014; 48: 1363-1370
Google Scholar - 37. Halon M., Sielicka-Dudzin A., Wozniak M., Ziolkowski W., NykaW., Herbik M., Grieb P., Figarski A., Antosiewicz J.: Up-regulation offerritin ubiquitination in skeletal muscle of transgenic rats bearingthe G93A hmSOD1 gene mutation. Neuromuscul. Disord., 2010; 20:29-33
Google Scholar - 38. Harrison P.M., Arosio P.: The ferritins: molecular properties,iron storage function and cellular regulation. Biochim. Biophys.Acta, 1996; 1275: 161-203
Google Scholar - 39. Haverkamp L.J., Appel V., Appel S.H.: Natural history of amyotrophiclateral sclerosis in a database population. Validation of a scoringsystem and a model for survival prediction. Brain, 1995; 118: 707-719
Google Scholar - 40. Hebbrecht G., Maenhaut W., De Reuck J.: Brain trace elementsand aging. Nucl. Instrum. Methods Phys. Res., 1999; 150: 208-213
Google Scholar - 41. Henderson B.R., Seiser C., Kühn L.C.: Characterization of a secondRNA-binding protein in rodents with specificity for iron-responsiveelements. J. Biol. Chem., 1993; 268: 27327-27334
Google Scholar - 42. Ignjatović A., Stević Z., Lavrnić S., Daković M., Bačić G.: Brainiron MRI: a biomarker for amyotrophic lateral sclerosis. J. Magn.Reson. Imaging., 2013; 38: 1472-1479
Google Scholar - 43. Ikeda K., Hirayama T., Takazawa T., Kawabe K., Iwasaki Y.: Relationshipsbetween disease progression and serum levels of lipid,urate, creatinine and ferritin in Japanese patients with amyotrophiclateral sclerosis: a cross-sectional study. Intern. Med., 2012;51: 1501-1508
Google Scholar - 44. Jeong S.Y., Crooks D.R., Wilson-Ollivierre H., Ghosh M.C., SougratR., Lee J., Cooperman S., Mitchell J.B., Beaumont C., Rouault T.A.: Ironinsufficiency compromises motor neurons and their mitochondrialfunction in Irp2-null mice. PLoS One, 2011; 6: e25404
Google Scholar - 45. Jeong S.Y., Rathore K.I., Schulz K., Ponka P., Arosio P., David S.:Dysregulation of iron homeostasis in the CNS contributes to diseaseprogression in a mouse model of amyotrophic lateral sclerosis. J.Neurosci., 2009; 29: 610-619
Google Scholar - 46. Jiménez A.J., Domínguez-Pinos M.D., Guerra M.M., FernándezLlebrezP., Pérez-Fígares J.M.: Structure and function of the ependymalbarrier and diseases associated with ependyma disruption.Tissue Barriers, 2014; 2: e28426
Google Scholar - 47. Kasarskis E.J., Tandon L., Lovell M.A., Ehmann W.D.: Aluminum,calcium, and iron in the spinal cord of patients with sporadic amyotrophiclateral sclerosis using laser microprobe mass spectroscopy:a preliminary study. J. Neurol. Sci., 1995; 130: 203-208
Google Scholar - 48. Keep R.F., Jones H.C.: A morphometric study on the developmentof the lateral ventricle choroid plexus, choroid plexus capillariesand ventricular ependyma in the rat. Brain Res. Dev. BrainRes., 1990; 56: 47-53
Google Scholar - 49. Krawiec P., Pac-Kozuchowska E.: The role of hepcidin in iron metabolismin inflammatory bowel diseases. Postępy Hig. Med. Dośw.,2014; 68: 936-943
Google Scholar - 50. Kruszewski M.: Labile iron pool: the main determinant of cellularresponse to oxidative stress. Mutat. Res., 2003; 531: 81-92
Google Scholar - 51. Kupershmidt L., Weinreb O., Amit T., Mandel S., Carri M.T.,Youdim M.B.: Neuroprotective and neuritogenic activities of novelmultimodal iron-chelating drugs in motor-neuron-like NSC-34 cellsand transgenic mouse model of amyotrophic lateral sclerosis. FASEBJ., 2009; 23: 3766-3779
Google Scholar - 52. Kwan J.Y., Jeong S.Y., Van Gelderen P., Deng H.X., Quezado M.M.,Danielian L. E., Butman J.A., Chen L., Bayat E., Russell J., Siddique T.,Duyn J.H., Rouault T.A., Floeter M.K.: Iron accumulation in deep corticallayers accounts for MRI signal abnormalities in ALS: correlating
Google Scholar - 53. Lai C.H., Kuo K.H.: The critical component to establish in vitroBBB model: pericyte. Brain Res. Brain Res. Rev., 2005; 50: 258-265
Google Scholar - 54. Lambert J.F., Beris P.: Pathophysiology and different diagnosisof anemia. W: Disorders of iron homeostasis, erythrocytes, erythropoiesis.Red.: C. Beaumont, P. Beris, Y. Beuzard. C. Brugnara. Eur.School Haematology, Paris. 2006; 73-101
Google Scholar - 55. LaVaute T., Smith S., Cooperman S., Iwai K., Land W., MeyronHoltzE., Drake S.K., Miller G., Abu-Asab M., Tsokos M., Switzer R. III,Grinberg A., Love P., Tresser N., Rouault T.A.: Targeted deletion ofthe gene encoding iron regulatory protein-2 causes misregulationof iron metabolism and neurodegenerative disease in mice. Nat.Genet., 2001; 27: 209-214
Google Scholar - 56. Leitner D.F., Connor J.R.: Functional roles of transferrin in thebrain. Biochim. Biophys. Acta, 2012; 1820: 393-402
Google Scholar - 57. Levi S., Corsi B., Bosisio M., Invernizzi R., Volz A., Sanford D.,Arosio P., Drysdale J.: A human mitochondrial ferritin encoded byan intronless gene. J. Biol. Chem., 2001; 276: 24437-24440
Google Scholar - 58. Ling S.C., Polymenidou M., Cleveland D.W.: Converging mechanismsin ALS and FTD: disrupted RNA and protein homeostasis.Neuron, 2013; 79: 416-38
Google Scholar - 59. Lipiński P., Starzyński R.R.: Regulation of body iron homeostasisby hepcidin. Postępy Hig. Med. Dośw., 2004; 58: 65-73
Google Scholar - 60. Lipiński P., Starzyński R.R.: The role of iron regulatory proteins (IRPs) in the regulation of systemic iron homeostasis: lessons fromstudies on IRP1 and IRP2 knock out mice. Postępy Hig. Med. Dośw.,2006; 60: 322-330
Google Scholar - 61. Lipiński P., Starzyński R.R., Styś A., Gajowiak A., Staroń R.: Hememetabolism as an integral part of iron homeostasis. Postępy Hig.Med. Dośw., 2014; 68: 557-570
Google Scholar - 62. Lipiński P, Starzyński R.R., Styś A., Straciło M.: Iron homeostasis,a defense mechanism in oxidative stress. Postępy Biochem.,2010; 56: 305-316
Google Scholar - 63. Lipiński P., Styś A., Starzyński R.R.: Molecular insights into theregulation of iron metabolism during the prenatal and early postnatalperiods. Cell. Mol. Life Sci., 2013; 70: 23-38
Google Scholar - 64. Lozoff B., Georgieff M.K.: Iron deficiency and brain development.Semin. Pediatr. Neurol., 2006; 13: 158-165
Google Scholar - 65. Lozoff B., Jimenez E., Smith J.B.: Double burden of iron deficiencyin infancy and low socioeconomic status: a longitudinal analysis ofcognitive test scores to age 19 years. Arch. Pediatr. Adolesc. Med.,2006; 160: 1108-1113
Google Scholar - 66. Maktabi M.A., Heistad D.D., Faraci F.M.: Effects of angiotensin IIon blood flow to choroid plexus. Am. J. Physiol., 1990; 258: H414-H418
Google Scholar - 67. Massignan T., Casoni F., Basso M., Stefanazzi P., Biasini E., TortaroloM., Salmona M., Gianazza E., Bendotti C., Bonetto V.: Proteomicanalysis of spinal cord of presymptomatic amyotrophic lateralsclerosis G93A SOD1 mouse. Biochem. Biophys. Res. Commun.,2007; 353: 719-725
Google Scholar - 68. McCarthy R.C., Kosman D.J.: Ferroportin and exocytoplasmicferroxidase activity are required for brain microvascular endothelialcell iron efflux. J. Biol. Chem., 2013; 288: 17932-17940
Google Scholar - 69. McCarthy R.C., Kosman D.J.: Glial cell ceruloplasmin and hepcidindifferentially regulate iron efflux from brain microvascularendothelial cells. PLoS One, 2014; 9: e89003
Google Scholar - 70. McCarthy R.C., Kosman D.J.: Iron transport across the bloodbrainbarrier: development, neurovascular regulation and cerebralamyloid angiopathy. Cell. Mol. Life Sci., 2015; 72: 709-727
Google Scholar - 71. McCord J.M., Fridovich I.: Superoxide dismutase. An enzymicfunction for erythrocuprein (hemocuprein). J. Biol. Chem., 1969;244: 6049-6055
Google Scholar - 72. McKie A.T.: The role of Dcytb in iron metabolism: an update.Biochem. Soc. Trans., 2008; 36: 1239-1241
Google Scholar - 73. Mitchell R.M., Simmons Z., Beard J.L., Stephens H.E., ConnorJ.R.: Plasma biomarkers associated with ALS and their relationshipto iron homeostasis. Muscle Nerve, 2010; 42: 95-103
Google Scholar - 74. Moos T.: Immunohistochemical localization of intraneuronaltransferrin receptor immunoreactivity in the adult mouse centralnervous system. J. Comp. Neurol., 1996; 375: 675-692
Google Scholar - 75. Moos T., Skjoerringe T., Gosk S., Morgan E.H.: Brain capillaryendothelial cells mediate iron transport into the brain by segregatingiron from transferrin without the involvement of divalent metaltransporter 1. J. Neurochem., 2006; 98: 1946-1958
Google Scholar - 76. Musarò A.: Understanding ALS: new therapeutic approaches.FEBS J., 2013; 280: 4315-4322
Google Scholar - 77. Musci G., Polticelli F., Bonaccorsi di Patti M.C.: Ceruloplasminferroportinsystem of iron traffic in vertebrates. World J. Biol. Chem.,2014; 5: 204-215
Google Scholar - 78. Nadjar Y., Gordon P., Corcia P., Bensimon G., Pieroni L., MeiningerV., Salachas F.: Elevated serum ferritin is associated with reducedsurvival in amyotrophic lateral sclerosis. PLoS One, 2012; 7: e45034
Google Scholar - 79. Nagańska E., Matyja E.: Amyotrophic lateral sclerosis – lookingfor pathogenesis and effective therapy. Folia Neuropathol., 2011;49: 1-13
Google Scholar - 80. Nandar W., Neely E.B., Simmons Z., Connor J.R.: H63D HFE genotype accelerates disease progression in animal models of amyotrophiclateral sclerosis. Biochim. Biophys. Acta, 2014; 1842: 2413-2426
Google Scholar - 81. Nicolas G., Chauvet C., Viatte L., Danan J.L., Bigard X., DevauxI., Beaumont C., Kahn A., Vaulont S.: The gene encoding the ironregulatory peptide hepcidin is regulated by anemia, hypoxia, andinflammation. J. Clin. Invest., 2002; 110: 1037-1044
Google Scholar - 82. Oshiro S., Morioka M.S., Kikuchi M.: Dysregulation of iron metabolismin Alzheimer’s disease, Parkinson’s disease, and amyotrophiclateral sclerosis. Adv. Pharmacol. Sci., 2011; 2011: 378278
Google Scholar - 83. Oski F.A., Honig A.S., Helu B., Howanitz P.: Effect of iron therapyon behavior performance in nonanemic, iron-deficient infants. Pediatrics,1983; 71: 877-880
Google Scholar - 84. Paradkar P.N., Zumbrennen K.B., Paw B.H., Ward D.M., KaplanJ.: Regulation of mitochondrial iron import through differentialturnover of mitoferrin 1 and mitoferrin 2. Mol. Cell. Biol., 2009;29: 1007-1016
Google Scholar - 85. Patel B.N., Dunn R.J., David S.: Alternative RNA splicing generatesa glycosylphosphatidylinositol-anchored form of ceruloplasmin inmammalian brain. J. Biol. Chem., 2000; 275: 4305-4310
Google Scholar - 86. Petrak J., Vyoral D.: Hephaestin – a ferroxidase of cellular ironexport. Int. J. Biochem. Cell. Biol., 2005; 37: 1173-1178
Google Scholar - 87. Ramos P., Santos A., Pinto N.R., Mendes R., Magalhaes T., AlmeidaA.: Iron levels in the human brain: a post-mortem study of anatomicalregion differences and age-related changes. J. Trace Elem. Med.Biol., 2014; 28: 13-17
Google Scholar - 88. Renton A.E., Chiò A., Traynor B.J.: State of play in amyotrophiclateral sclerosis genetics. Nat. Neurosci., 2014; 17: 17-23
Google Scholar - 89. Rosen D.R., Siddique T., Patterson D., Figlewicz D.A., Sapp P.,Hentati A., Donaldson D., Goto J., O’Regan J.P., Deng H.X.: Mutationsin Cu/Zn superoxide dismutase gene are associated with familialamyotrophic lateral sclerosis. Nature, 1993; 362: 59-62
Google Scholar - 90. Rouault T.A.: Iron metabolism in the CNS: implications for neurodegenerativediseases. Nat. Rev. Neurosci., 2013; 14: 551-564
Google Scholar - 91. Rouault T.A., Cooperman S.: Brain iron metabolism. Semin. Pediatr.Neurol., 2006; 13: 142-148
Google Scholar - 92. Rouault T.A., Zhang D.L., Jeong S.Y.: Brain iron homeostasis, thechoroid plexus, and localization of iron transport proteins. Metab.Brain Dis., 2009; 24: 673-684
Google Scholar - 93. Schenck J.F.: Magnetic resonance imaging of brain iron. J. Neurol.Sci., 2003; 207: 99-102
Google Scholar - 94. Schulz K., Vulpe C.D., Harris L.Z., David S.: Iron efflux from oligodendrocytesis differentially regulated in gray and white matter.J. Neurosci., 2011; 31: 13301-13311
Google Scholar - 95. Skjørringe T., Møller L.B., Moos T.: Impairment of interrelatediron- and copper homeostatic mechanisms in brain contributes tothe pathogenesis of neurodegenerative disorders. Front. Pharmacol.,2012; 3: 169
Google Scholar - 96. Speake T., Kibble J.D., Brown P.D.: Kv1.1 and Kv1.3 channels contributeto the delayed-rectifying K+ conductance in rat choroid plexusepithelial cells. Am. J. Physiol. Cell. Physiol. 2004; 286: C611-C620
Google Scholar - 97. Sreedharan J., Brown R.H. Jr.: Amyotrophic lateral sclerosis:problems and prospects. Ann. Neurol., 2013; 74: 309-316
Google Scholar - 98. Staroń R., Styś A., Starzyński R., Gajowiak A., Lipiński P.: Enterocyt– wąskie gardło metabolizmu żelaza. Postępy Biol. Kom.,2015; 42: 329-350
Google Scholar - 99. Styś A., Starzyński R.R., Lipiński P.: The role of iron regulatoryproteins in the control of iron metabolism in mammals. Biotechnologia,2011; 92: 66-75
Google Scholar - 100. Takeda A., Devenyi A., Connor J.R.: Evidence for non-transferrin-mediateduptake and release of iron and manganese in glial cell cultures from hypotransferrinemic mice. J. Neurosci. Res., 1998;51: 454-462
Google Scholar - 101. Todorich B., Pasquini J.M., Garcia C.I., Paez P.M., Connor J.R.:Oligodendrocytes and myelination: the role of iron. Glia, 2009; 57:467-748
Google Scholar - 102. Tomik B.: Diagnosis and treatment of amyotrophic lateral sclerosisaccording to EFNS recommendations (2005). Neurol. Neurochir.Pol., 2007; 41: 445-456
Google Scholar - 103. Turner B.J., Talbot K.: Transgenics, toxicity and therapeuticsin rodent models of mutant SOD1-mediated familial ALS. Prog. Neurobiol.,2008; 85: 94-134
Google Scholar - 104. Urrutia P., Aguirre P., Esparza A., Tapia V., Mena N.P., ArredondoM., González-Billault C., Núñez MT.: Inflammation alters the expressionof DMT1, FPN1 and hepcidin and it causes iron accumulationin central nervous system cells. J. Neurochem., 2013; 126: 541-549
Google Scholar - 105. van Rheenen W., Diekstra F.P., van Doormaal P.T., Seelen M.,Kenna K., McLaughlin R., Shatunov A., Czell D., van Es M.A., vanVught P.W., van Damme P., Smith B.N., Waibel S., Schelhaas H.J., vander Kooi A.J. i wsp.: H63D polymorphism in HFE is not associated withamyotrophic lateral sclerosis. Neurobiol. Aging, 2013; 34: 1517.e5-e7
Google Scholar - 106. Vaubel R.A., Isaya G.: Iron-sulfur cluster synthesis, iron homeostasisand oxidative stress in Friedreich ataxia. Mol. Cell. Neurosci.,2013; 55: 50-61
Google Scholar - 107. Veyrat-Durebex C., Corcia P., Mucha A., Benzimra S., MalletC., Gendrot C., Moreau C., Devos D., Piver E., Pagès J.C., Maillot F.,Andres C.R., Vourc’h P., Blasco H.: Iron metabolism disturbance ina French cohort of ALS patients. Biomed. Res. Int., 2014; 2014: 485723
Google Scholar - 108. Wang Q., Zhang X., Chen S., Zhang X., Zhang S., Youdium M., LeW.: Prevention of motor neuron degeneration by novel iron chelatorsin SOD1(G93A) transgenic mice of amyotrophic lateral sclerosis.Neurodegener. Dis., 2011; 8: 310-321
Google Scholar - 109. Wang W., Knovich M.A., Coffman L.G., Torti F.M., Torti S.V.:Serum ferritin: past, present and future. Biochim. Biophys. Acta,2010; 1800: 760-769
Google Scholar - 110. Ward D.M., Kaplan J.: Ferroportin-mediated iron transport:expression and regulation. Biochim. Biophys. Acta, 2012; 1823: 1426-1433
Google Scholar - 111. Wong B.X., Tsatsanis A., Lim L.Q., Adlard P.A., Bush A.I., DuceJ.A.: β-Amyloid precursor protein does not possess ferroxidase activitybut does stabilize the cell surface ferrous iron exporter ferroportin.PLoS One, 2014; 9: e114174
Google Scholar - 112. Xu X., Pin S., Gathinji M., Fuchs R., Harris Z.L.: Aceruloplasminemia:an inherited neurodegenerative disease with impairment ofiron homeostasis. Ann. N.Y. Acad. Sci., 2004; 1012: 299-305
Google Scholar - 113. Yu J., Qi F., Wang N., Gao P., Dai S., Lu Y., Su Q., Du Y., Che F.: Increasediron level in motor cortex of amyotrophic lateral sclerosispatients: an in vivo MR study. Amyotroph. Lateral Scler. FrontotemporalDegener., 2014; 15: 357-361
Google Scholar - 114. Zahs K.R., Bigornia V., Deschepper C.F.: Characterization of“plasma proteins” secreted by cultured rat macroglial cells. Glia,1993; 7: 121-133
Google Scholar - 115. Zecca L., Stroppolo A., Gatti A., Tampellini D., Toscani M., GalloriniM., Giaveri G., Arosio P., Santambrogio P., Fariello R.G., KaratekinE., Kleinman M.H., Turro N., Hornykiewicz O., Zucca F.A.: Therole of iron and copper molecules in the neuronal vulnerability oflocus coeruleus and substantia nigra during aging. Proc. Natl. Acad.Sci. USA, 2004; 101: 9843-9848
Google Scholar - 116. Zechel S., Huber-Wittmer K., von Bohlen und Halbach O.: Distributionof the iron-regulating protein hepcidin in the murine centralnervous system. J. Neurosci. Res., 2006; 84: 790-800
Google Scholar