Abstrakt

Utrzymanie dużej aktywności glikolitycznej w komórkach nowotworowych jest konieczne do zapewnienia odpowiedniego poziomu energii oraz składników budulcowych dla intensywnie proliferujących komórek. Na uwagę zasługuje to, że komórki nowotworowe nawet w obecności tlenu metabolizują glukozę głównie w procesie fermentacji mleczanowej, do minimum ograniczając fosforylację oksydacyjną. Zjawisko to, określane efektem Warburga, uważane jest za jedną z najbardziej fundamentalnych zmian metabolicznych w nowotworach. U podłoża efektu Warburga leży nasilona aktywność glikolityczna komórki będąca konsekwencją aktywacji protoonkogenów, utraty funkcji genów supresorowych oraz hipoksji, która bardzo często towarzyszy kancerogenezie. Enzymem glikolitycznym indukowanym w procesie kancerogenezy jest m.in. dwufunkcyjny enzym z rodziny kinaz fosforylujących fruktozo-6-fosforan, tj. fosfofruktokinaza II (PFK-2)/fruktozo-2,6-bisfosfataza (FBPaza-2). Aktywność kinazowa PFK-2 przyczynia się do wzrostu stężenia fruktozo-2,6-bisfosforanu, będącego silnym aktywatorem allosterycznym fosfofruktokinazy I, enzymu katalizującego reakcję stanowiącą główny punkt kontrolny szybkości glikolizy. W dotychczasowych badaniach wykazano silną korelację między aktywnością fosfofruktokinazy II a agresywnością nowotworów, co jednoznacznie wskazuje na podstawowe znaczenie tego enzymu w procesie kancerogenezy. W pracy przedstawiono stan wiedzy na temat wpływu wysokiej ekspresji fosfofruktokinazy II na metabolizm oraz progresję różnego typu nowotworów.

Rys historyczny

W latach dwudziestych XX w. niemiecki biochemik Otto Warburg przeprowadził eksperyment, którego wyniki jednoznacznie wykazały, że komórki nowotworowe w warunkach tlenowych preferencyjnie wprowadzają glukozę na szlak glikolizy, przy niewielkiej aktywności reakcji łańcucha oddechowego. Podstawą badań było oznaczenie oraz porównanie zawartości glukozy i mleczanu w żyłach i tętnicach unaczyniają- cych szczurze guzy nowotworowe [91]. Preferencyjne prowadzenie oddychania beztlenowego przez komórki nowotworowe, nawet w obecności dostatecznie dużych ilości tlenu, zaczęto określać od tego czasu efektem Warburga. Otto Warburg twierdził również, że osłabiony układ immunologiczny oraz zmieniony metabolizm są główną przyczyną pojawiania się nowotworów w organizmie ludzkim. Wieloletnie prace doprowadziły do sformułowania w 1956 r. przez Warburga hipotezy mówiącej o tym, że u podstaw procesu nowotworzenia leżą przede wszystkim nieodwracalne uszkodzenia enzymów odpowiedzialnych za oksydacyjny metabolizm komórek. Według tej teorii inicjacja kancerogenezy miała polegać głównie na utracie przez komórkę zdolności do przeprowadzania fosforylacji oksydacyjnej [92]. Późniejsze badania wykazały jednak, że uzasadnienie wzrostu aktywności metabolizmu beztlenowego w warunkach tlenowych sformułowane przez Warburga nie jest zgodne z faktycznym stanem rzeczy. Okazało się bowiem, że dużo ważniejszą rolę w metabolicznych zmianach opisanych przez Warburga odgrywa zwiększenie aktywności enzymów glikolitycznych niż proponowane upośledzenie fosforylacji oksydacyjnej w mitochondriach, która w wielu nowotworach przebiega niezakłó- cona oprócz wzmożonej fermentacji mleczanowej [55]. Obecnie główną rolę w przeprogramowaniu metabolicznym komórek nowotworowych łączy się z dysfunkcją genów supresorowych oraz ze wzrostem aktywności onkogenów [42]. Ostatnie lata przyniosły nowe odkrycia dotyczące biologii nowotworów (m.in. potwierdzono występowanie w pewnych nowotworach równolegle dwóch subpopulacji komórek – jednej o metabolizmie opisywanym przez Warburga, wytwarzającej duże ilo- ści mleczanu oraz drugiej, metabolizującej wytworzony mleczan [34]), co spowodowało, że efekt Warburga ponownie stał się ważnym zagadnieniem związanym z metabolizmem komórek nowotworowych. Niewątpliwie lepsze poznanie metabolizmu nowotworów może się okazać ważne w zrozumieniu regulacji ich podziałów, a to umożliwiłoby opracowanie strategii walki z rakiem, będącym główną przyczyną zgonów w krajach wysokorozwiniętych. Wyniki badań wskazują, że poza szybszym, lecz mniej wydajnym wytwarzaniem ATP metabolizm beztlenowy glukozy zwiększa aktywność szlaków, które pozwalają wytwarzać substraty konieczne do intensywnej proliferacji komórek nowotworowych [86]. Warto nadmienić, że efekt Warburga nie jest jedyną, a więc nie jest uniwersalną cechą wszystkich nowotworów, gdyż opisano wiele nowotworów, których metabolizm zasadniczo odbiega od modelu zakładającego przewagę metabolizmu beztlenowego [15,103]. Należy jednak podkreślić, że najnowsze doniesienia wskazują na ochronne działanie małego stężenia glukozy na komórki prawidłowe oraz toksycznego na komórki nowotworowe [67], co jednoznacznie sugeruje, że modulowanie metabolizmu glukozy w nowotworach może być bardzo obiecującym celem nowych terapii.

Znaczenie efektu Warburga dla komórek nowotworowych

Prawidłowe komórki ludzkie podlegające podziałom komórkowym jako główne źródło energii wykorzystują fosforylację oksydacyjną. Jedna cząsteczka glukozy może się stać wtedy źródłem aż 32 cząsteczek ATP [63], natomiast w przypadku metabolizmu opartego wyłącznie na glikolizie zysk wynosi zaledwie 2 cząsteczki ATP na jedną cząsteczkę glukozy. Mimo iż tlenowy metabolizm glukozy jest bardziej wydajny, to metabolizm oparty na intensywnie zachodzącej glikolizie dostarcza metabolitów pośrednich, niezbędnych do syntezy kwasów nukleinowych, białek oraz lipidów, na które istnieje ciągłe duże zapotrzebowanie w związku z intensywnie zachodzącymi podziałami komórkowymi. Przemianom glukozy w szlaku pentozofosforanowym towarzyszy wytwarzanie zredukowanego fosforanu dinukleotydu nikotynoamidoadeninowego (NADPH), niezbędnego nie tylko do biosyntez redukcyjnych, ale także do utrzymania optymalnego stężenia zredukowanego glutationu (GSH), który pełni główną rolę w ochronie komórki przed reaktywnymi formami tlenu (RFT) [12]. Warto nadmienić, że mimo iż tylko około 10% komórkowego zredukowanego glutationu (GSH) znajduje się w mitochondrium, to jest ważny w ochronie organelli komórkowych przed działaniem RFT powstających w przebiegu fosforylacji oksydacyjnej [28]. Stężenie RFT w komórkach nowotworowych jest zazwyczaj duże, a to sprzyja uszkodzeniom DNA i progresji nowotworu, wpływając toksycznie na wszystkie struktury komórkowe oraz działają proapoptotycznie [87], co sprawia, że konieczne jest utrzymanie RFT w komórce nowotworowej na stałym poziomie [46]. Ponadto reaktywne formy tlenu mogą indukować apoptozę w komórkach pozbawionych glukozy, gdyż i ich duże stężenie hamuje utlenianie kwasów tłuszczowych, będących alternatywnym źródłem energii w razie braku cukru [73]. Innym ważnym dla progresji nowotworu czynnikiem metabolicznym jest zakwaszenie, w wyniku nadmiernego wytwarzania mleczanu, końcowego produktu glikolizy beztlenowej. Mleczan jest wydzielany do przestrzeni pozakomórkowej, powodując rozwój lokalnej kwasicy. Niskie pH w mikrośrodowisku guza powoduje śmierć okolicznych prawidłowych komórek, degradację macierzy międzykomórkowej oraz indukcję angiogenezy, co wywołuje wzrost agresywności nowotworu [27]. Oznaczenie stężenia dehydrogenazy mleczanowej (LDH) w surowicy jest powszechnie znanym markerem prognostycznym stosowanym w wielu nowotworach, m.in. raka nosogardła, czerniaka, raka stercza, raka szyjki macicy, jelita grubego, płuc oraz głowy i szyi [48,89,90,101]. Przebieg metabolizmu glukozy w komórce prawidłowej oraz nowotworowej przedstawiono na ryc. 1.

Mechanizm przeprogramowania metabolicznego – efekt Warburga

Trwałe przełączenie metabolizmu komórki z fosforylacji oksydacyjnej na metabolizm oparty wyłącznie na glikolizie jest możliwe dzięki zwiększonej transkrypcji genów kodujących białka zaangażowane w szlak przemian glukozy, tj. błonowych transporterów glukozy oraz enzymów glikolitycznych. Głównym regulatorem tych zmian jest czynnik transkrypcyjny HIF-1 i w mniejszym stopniu c-Myc. Białko HIF-1 jest heterodimerem zbudowanym z ulegającej konstytutywnej ekspresji podjednostki beta oraz stabilizowanej w środowisku niskotlenowym podjednostki alfa. W warunkach tlenowych reszty proliny w pozycji 402 i 564 podjednostki alfa ulegają hydroksylacji, a modyfikacja umożliwia przyłączenie się białka von Hippla-Lindaua (VHL), będącego E3 ligazą ubikwityny. Wyznakowana ubikwityną podjednostka alfa ulega proteasomalnej degradacji. W przypadku braku tlenu zahamowanie procesu hydroksylacji prowadzi do stabilizacji podjednostki alfa. To powoduje nagromadzenie czynnika transkrypcyjnego HIF-1, który ulega jądrowej translokacji i łączy się z fragmentami HRE (hypoxia response element), znajdującym się w promotorach jego genów targetowych, indukując ekspresję białek zaangażowanych m.in. w procesy glikolizy i angiogenezy [55,74]. Nowotwory, w których zaburzona jest regulacja podjednostki alfa, charakteryzują się kumulacją czynnika transkrypcyjnego HIF-1, mimo optymalnego stężenia parcjalnego tlenu, co wzmaga ich agresywność [102]. W związku z tym, że kontroli przez HIF-1 podlegają transportery glukozy, wszystkie enzymy glikolizy i enzymy odpowiedzialne za dalsze losy powstającego w procesie glikolizy pirogronianu [75], zaburzenia regulacji białka HIF-1 mogą bezpośrednio przyczyniać się do indukcji efektu Warburga w komórkach nowotworowych. Innym istotnym białkiem regulującym procesy nowotworowe jest białko c-Myc będące produktem jednego z najczęściej deregulowanych onkogenów w ludzkich nowotworach. Białko c-Myc aktywuje transkrypcję genów zaangażowanych w procesy wzrostu, apoptozy, transformacji, metabolizmu glukozy, angiogenezy oraz immortalizacji. W przeciwieństwie do komórek prawidłowych, gdzie protoonkogen MYC ulega ścisłej regulacji przez nadrzędne ścieżki sygnałowe, takie jak WNT, Hedgehog, Notch, TGF-β, oraz w odpowiedzi na aktywację wielu receptorowych kinaz tyrozynowych, w komórkach nowotworowych wysoka ekspresja c-Myc jest zwykle wynikiem aberracji chromosomalnej obejmującej translokację i/lub amplifikację genu MYC [17]. Podobnie jak HIF-1, c-Myc indukuje efekt Warburga przez bezpośredni wpływ na ekspresję transporterów glukozy (GLUT), heksokinazy (HK), fosfofruktokinazy I i II (PFK-1 i PFK-2), kinazy pirogronianowej (PK), dehydrogenazy mleczanowej (LDH) oraz enolazy [40,62,77,78]. Możliwa jest także interakcja między HIF-1 i c-Myc zwiększająca transkrypcją heksokinazy II (HK2) i kinazy dehydrogenazy pirogronianowej 1 (PDK1) [41]. Jednak nie tylko zwiększona ekspresja enzymów, ale także pojawienie się izoform niewystępujących w macierzystej tkance może nasilać glikolizę w komórkach nowotworowych [55]. c-Myc bierze udział również w stymulowaniu katabolizmu glutaminy przez represję microRNAs, miR-23a i miR-23b, co wskazuje na dodatkowy poziom złożoności metabolizmu nowotworu [16]. W indukcji efektu Warburga istotną rolę odgrywają także szlaki sygnalizacyjne kinaz tyrozynowych, onkogeny i geny supresorowe [86N.Y.]. Na przykład białko p53 reguluje metabolizm glukozy na kilku etapach, m.in. hamując ekspresję transporterów glukozy GLUT 1, 3 i 4 oraz aktywność fosfofruktokinazy I (PFK-1). Produkt genu TIGAR (TP53 induced glycolysis and apoptosis regulator), kontrolowanego przez p53, zmniejsza aktywność PFK-1 przez zmniejszenie dostępności jej allosterycznego aktywatora fruktozo-2,6-bisfosforanu (F-2,6-P₂). Białko p53 kontroluje nasilenie glikolizy także pośrednio przez zwiększenie ekspresji PTEN, będącego negatywnym regulatorem szlaku PI3K/Akt. Ważnym mechanizmem jest też nasilanie fosforylacji oksydacyjnej przez indukcję ekspresji genu SCO2 (synthesis of cytochrom c oxidase 2) poprzez białko p53. Zatem powszechnie obserwowana w nowotworach mutacja lub utrata p53 doprowadza do zahamowania fosforylacji oksydacyjnej, nasilenia transportu glukozy przez błonę komórkową oraz intensyfikacji przemian glukozy szlakiem glikolizy, przyczyniając się tym samym do przeprogramowania metabolicznego [79]. Aberracje w szlakach sygnalizacyjnych w komórkach nowotworowych aktywują mTOR-kinazę białkową treoninowo-serynową, któ- rej funkcją jest m.in. integracja szlaków sygnalizacji oraz utrzymanie homeostazy energetycznej komórki [20,44]. Do nadrzędnych regulatorów mTOR należą m.in. szlak PI3K/Akt, odpowiadający za kontrolę wzrostu komórki w odpowiedzi na przyłączane do receptorów czynniki wzrostu, jak również szlak LKB1/AMPK, kontrolujący energetyczny status komórki. Kontroli przez mTOR podlegają natomiast omawiane czynniki transkrypcyjne HIF-1 i c-MYC, które – jak wspomniano wcześniej – nasilają ekspresję białek zaangażowanych w proces glikolizy. W związku z tym aktywacja mTOR również wydaje się ważnym mechanizmem prowadzącym do efektu Warburga [98,99]. Niezależnie od nadrzędnej kontroli nad mTOR Akt stymuluje także bezpośrednio ekspresję i translokację receptorów GLUT w kierunku błony komórkowej oraz aktywację HK i PFK-2 [19].

Mechanizm przeprogramowania metabolicznego – efekt Crabtree

W wielu nowotworach obserwuje się indukowane glukozą przełączenie z metabolizmu tlenowego na metabolizm oparty wyłącznie na glikolizie. Zjawisko to określa się efektem Crabtree, a jego mechanizm nie został jak dotąd wyjaśniony. Dotychczasowe badania sugerują, że indukcja efektu Crabtree może być wynikiem działania wielu czynników [24]. Jedna z hipotez mówi o konkurencyjnym zużyciu ADP przez enzymy glikolizy (kinazę fosfoglicerynianową, kinazę pirogronianową) w stosunku do mitochondrium. W związku z tym, że ADP jest substratem niezbędnym do przeprowadzenia fosforylacji oksydacyjnej, jego spadek w mitochondriom, będący skutkiem intensywnie zachodzącej glikolizy, może doprowadzić do zahamowania syntazy ATP, a tym samym zahamowania reakcji zachodzących w łańcuchu oddechowym [31]. Wydaje się jednak, że nie jest to główny czynnik prowadzący do efektu Crabtree, bowiem mitochondrialna translokaza ADP charakteryzuje się Km około 100-krotnie niższym dla ADP w stosunku do kinazy fosfoglicerynianowej oraz kinazy pirogronianowej, co sugeruje, że mitochondria, mimo intensywnie zachodzącej glikolizy, nadal mogą korzystać z transportowanego z cytosolu ADP [88]. Jednak prace eksperymentalne wskazały, że podaż fosforanu nieorganicznego eliminuje efekt Crabtree, co pozwoliłoby wnioskować, że fosforanowy potencjał termodynamiczny [ATP/ADP/ Pi] może rzeczywiście mieć podstawowe znaczenie dla jego indukcji [70]. Inna z hipotez wskazuje na istotną rolę fruktozo-1,6-bisfosforanu. Díaz-Ruiz i wsp. wykazali, że powstający w wyniku reakcji katalizowanej przez fosfofruktokinazę I fruktozo-1,6-bisfosforan hamuje aktywność mitochondrialnego kompleksu III i IV, przyczyniając się w ten sposób do zainicjowania efektu Crabtree w komórce [23]. W związku z powyższym można wnioskować, że duża aktywność fosfofruktokinazy I może bezpośrednio indukować przełączenie pomiędzy metabolizmem tlenowym na metabolizm oparty wyłącznie na glikolizie. Należy jednak podkreślić, że fosfofruktokinaza I stanowi główny punkt regulacyjny glikolizy i jej aktywność w komórce podlega ścisłej regulacji allosterycznej. Do głównych allosterycznych inhibitorów PFK-1 zalicza się cząsteczkę ATP, która wiążąc się w miejscu allosterycznym, hamuje PFK-1 w stanie wysokoenergetycznym. Inhibicja może jednak zostać zniesiona przez fruktozo-2,6-bisfosforan, który jest produktem fosfofruktokinazy II (PFK-2) [84], enzymu ulegającego zarówno konstytutywnej, jak i indukowanej nadekspresji w wielu typach nowotworów [5,11,29,32,50,56-59,96]. W związku z tym, że aktywność PFK-1 przyczynia się do wzrostu stężenia fruktozo-1,6-bisfosforanu, można wnioskować, że konstytutywna nadekspresja PFK-2 może się przyczyniać do efektu Warburga, podczas gdy indukowana nadekspresja PFK-2 może być molekularnym włącznikiem efektu Crabtree. Omawiane zależności umiejscawiają cząsteczkę PFK-2 w grupie potencjalnych celów w terapii nowotworowej, gdyż zahamowanie tego enzymu może uniemożliwiać przeprogramowanie metaboliczne będące istotą progresji nowotworu. Z hipotezą korelują badania opublikowane przez Kumara i wsp. [43], którzy wykazali, że przywrócenie ekspresji czynnika transkrypcyjnego MTG16 (myeloid tumor gene on chromosome 16) w komórkach chłoniaka Burkitta prowadzi do zahamowania ekspresji PFK-2 oraz PDK-1, przyczyniając się tym samym do obniżenia tempa glikolizy oraz intensyfikacji oddychania tlenowego. Na uwagę zasługuje to, że równocześnie do zmian metabolicznych, będących wynikiem aktywności białka MTG16, zaobserwowano zahamowanie proliferacji oraz zmniejszenie frakcji komórek będących w fazie S. Powyższe dane sugerują, że inhibicja PFK-2 może hamować progresję nowotworu przez uniemożliwianie metabolicznego przeprogramowania [43].

Fosfofruktokinaza I

Enzymami glikolitycznymi indukowanymi w procesie kancerogenezy są enzymy z rodziny kinaz fosforylują- cych fruktozo-6-fosforan [4,66]. Na szczególną uwagę zasługuje wspomniana fosfofruktokinaza II, która oprócz aktywności kinazy (przekształca fruktozo-6-fosforan w fruktozo-2,6-bisfosforan) ma także aktywność fosfatazy (katalizuje hydrolizę fruktozo-2,6-bisfosforanu do fruktozo-6-fosforanu, tj. działa jako fruktozo- -2,6-bisfosfataza). Obie domeny katalityczne są obecne w obrębie tego samego polipeptydu, tworząc homodimeryczny kompleks białkowy. Fruktozo-2,6-bisfosforan, będący produktem aktywności katalitycznej domeny kinazowej fosfofruktokinazy II, jest bardzo silnym aktywatorem allosterycznym fosfofruktokinazy I, która jest głównym enzymem procesu glikolizy [61,66]. Z udziałem ATP PFK-1 katalizuje fosforylacje fruktozo-6-fosforanu, tworząc fruktozo-1,6-bisfosforan oraz ADP. Aktywność katalityczna fosfofruktokinazy I jest hamowana przez ATP, cytrynian oraz kwasy tłuszczowe, dostosowując w ten sposób aktywność glikolityczną do potrzeb energetycznych komórki [2,38]. Głównym etapem regulacji glikolizy jest hamowanie fosfofruktokinazy I w stanie wysokoenergetycznym przez ATP, co tworzy pętlę negatywnego sprzężenia zwrotnego [80]. Obecność fruktozo- -2,6-bisfosforanu znosi tę inhibicję, znosząc tym samym zależność między poziomem ATP a glikolityczną aktywnością komórki [60,83,85,93]. Jest to szczególnie ważny punkt regulacji w komórkach wątroby, gdyż fruktozo- -2,6-bisfosforan pełni tutaj rolę molekularnego prze- łącznika między glikolizą a glukoneogenezą [65,66]. W przypadku dużego stężenia glukozy w hepatocytach aktywna jest domena kinazowa fosfofruktokinazy II, co powoduje wzrost stężenia fruktozo-2,6-bisfosforanu, a tym samym zwiększa aktywność fosfofruktokinazy I. W sytuacji dużego stężenia glukozy aktywność fosfofruktokinazy II pozwala na utrzymanie intensywnej glikolizy w wątrobie, mimo wysokoenergetycznego stanu komórek. Powstający fruktozo-2,6-bisfosforan hamuje fruktozo-1,6-bisfosfatazę, hamując w ten sposób glukoneogenezę. W przypadku niewielkiego stężenia glukozy, w wyniku działania glukagonu, następuje fosforylacja domeny kinazowej PFK-2, a tym samym jej inaktywacja. Aktywna staje się wówczas domena fosfatazowa, rozkładająca fruktozo-2,6-bisfosforan do fruktozo-6-fosforanu. W wyniku tych reakcji nie jest stymulowana glikoliza i nie jest hamowana glukoneogeneza. Tak więc ścisła regulacja aktywności fosfofruktokinazy II w wątrobie zapewnia dostosowanie tempa glikolizy do aktualnych potrzeb organizmu [64,65,66]. Należy jednak podkre- ślić, że tak precyzyjny mechanizm regulacyjny jest możliwy tylko dlatego, że izoforma fosfofruktokinazy II podlegająca ekspresji w komórkach wątroby zawiera serynę w pozycji 32, której fosforylacja w odpowiedzi na glukagon hamuje domenę kinazową enzymu. Opisane zależności przedstawiono na ryc. 2. W komórkach nowotworowych natomiast obserwuje się wysoką ekspresję izoenzymów fosfofruktokinazy II kodowanych przez geny PFKFB3 i PFKFB4, które nie podlegają nadrzędnej kontroli endokrynnej, pozwalając tym samym na utrzymanie w nowotworach wysokiego tempa glikolizy niezależnie od stanu energetycznego komórek. Duża aktywność fosfofruktokinazy I, będąca następstwem dużego stężenia fruktozo-2,6-bisfosforanu, prowadzi do wysokiego stężenia fruktozo-1,6-bisfosforanu, który może indukować w komórkach nowotworowych prze- łączenie między metabolizmem tlenowym a metabolizmem opartym wyłącznie na glikolizie [23].

Geny kodujące fosfofruktokinazę I

W komórkach ssaczych fosfofruktokinaza II występuje w postaci kilku izoenzymów kodowanych przez 4 różne geny: PFKFB1, PFKFB2, PFKFB3, PFKFB4, umiejscowione na odrębnych chromosomach [61,68]. W wyniku alternatywnego składania oraz alternatywnych promotorów [6] ekspresja każdego z genów generuje ekspresję róż- nych izoform. Mimo wysokiej homologii domeny katalitycznej izoenzymy fosfofruktokinazy i ich izoformy wykazują odmienne właściwości regulacyjne oraz katalityczne. W komórkach obserwuje się koekspresje różnych izoenzymów oraz ich izoform, co sugeruje ich wzajemną kooperację w regulacji stężenia fruktozo-2,6-bisfosforanu [51,71]. Gen PFKFB1 zawiera 17 eksonów i koduje 3 różne izoformy fosfofruktokinazy II (L, M i F). Izoformy te różnią się jedynie sekwencją eksonu 1. Izoforma L ulega ekspresji w komórkach wątroby, mięśni oraz w bia- łej tkance tłuszczowej. Charakterystycznym elementem struktury tej izoformy jest seryna w pozycji 32 białka, która jest miejscem regulacji hormonalnej. Izoformy M, występująca w mięśniach i białej tkance tłuszczowej oraz F, ulegająca ekspresji w fibroblastach oraz tkankach płodowych, nie mają seryny w pozycji 32 charakterystycznej dla izoformy L [18,26,61,72]. Gen PFKFB2 ulegający ekspresji w komórkach kardiomiocytów koduje 4 różne izoformy fosfofruktokinazy II różniące się między sobą regionem niekodującym na końcu 5I . W wyniku alternatywnego składania powstają dwie główne izoformy róż- niące się między sobą sekwencją reszt aminokwasowych na końcu karboksylowym. Obie izoformy mają domenę regulatorową na końcu karboksylowym, która ulegając fosforylacji, uaktywnia domenę kinazową enzymu. Fosforylacja Ser466 powoduje wzrost Vmax domeny kinazowej, podczas gdy fosforylacja Ser466 i Ser483 jest niezbędna do obniżenia wartości Km domeny kinazowej, co zwiększa powinowactwo enzymu do substratu, jakim jest fruktozo-6-fosforan [9,21,22,68]. Izoenzym PFK-2 w kardiomiocytach może być fosforylowany przez wiele kinaz w odpowiedzi na insulinę, jak również przez AMPK kinazę, która ulega aktywacji przy wzroście stę- żenia AMP. W przypadku izoenzymu fosfofruktokinazy II, będącej produktem genu PFKFB3, wykazano większą aktywność domeny kinazowej w stosunku do domeny fosfatazowej [13]. Produktem genu PFKFB3 są dwie główne izoformy, jedną z nich jest izoforma wykazująca ekspresję konstytutywną, a drugą izoforma wykazująca ekspresję indukowaną [56]. Izoforma indukowana ulega ekspresji w komórkach intensywnie proliferujących, tj. w komórkach nowotworowych, nabłonkowych oraz układu immunologicznego, a charakterystyczna dla niej sekwencja AUUUA występująca na końcu 3I warunkuje niestabilność, a tym samym szybką degradację cząsteczki mRNA [13]. Obecność sekwencji AUUUA wykazano również w transkryptach niektórych protoonkogenów oraz prozapalnych cytokin [1], które także charakteryzują się szybkim obrotem intensywnie powstających cząsteczek mRNA (mRNA turnover). W pozycji 461 izoformy indukowanej występuje seryna, której fosforylacja przez kinazy regulatorowe zwiększa aktywność domeny kinazowej, a tym samym przyczynia się do nasilenia glikolizy [58]. Innym izoenzymem PFK-2 ulegającym nadekspresji w komórkach nowotworowych jest produkt genu PFKFB4. Struktura izoform PFK-2 kodowanych przez ten gen jest bardzo podobna, a fragment kodujący domenę katalityczną jest wysoce konserwatywny. Różnice występują natomiast w odcinkach N- oraz C-końcowych i prawdopodobnie są odpowiedzialne za różnice aktywności w domenach fostatazowej i kinazowej [72]. Wysoką ekspresję zarówno genu PFKFB4 [14,33,71,100], jak i genu PFKFB3 [5,11,32,57,94,96] wykazano w licznych nowotworach, co sugeruje, że izoenzymy kodowane właśnie przez te geny mają znaczenie w procesie kancerogenezy.

Regulacja ekspresji PFKFB3 i PFKFB4

Wiele doniesień wskazuje na wysoką ekspresję PFKFB3 w nowotworach, a czynnik HIF-1 wydaje się głównym regulatorem ekspresji PFKFB3 na poziomie transkrypcji. Białko HIF-1 przez przyłączenie się do sekwencji HRE obecnych w promotorze genu PFKFB3 [59] wpływa na wzrost stężenia tego enzymu w komórkach nowotworowych znajdujących się w środowisku niskotlenowym [50]. Ekspresja PFKFB3 na poziomie mRNA jest również stymulowana przez aktywację szlaku kinaz MAPK (mitogen-activated protein kinase) oraz przez czynniki stresogenne, takie jak H2 O2 , NaCl, promieniowanie UV czy też anisomycynę [58]. Warto jeszcze raz podkreślić, że aktywacja szlaku kinaz MAP prowadzi równolegle do wzrostu aktywności enzymu (PFK-2) przez fosforylację seryny w pozycji 461 [49]. Regulacja transkrypcji PFKFB3 wydaje się także podlegać regulacji hormonalnej. W nowotworze piersi dotychczasowe wyniki badań podkreślają istotny wpływ progesteronu i estradiolu na poziom ekspresji PFKFB3. Dla obu hormonów wykazano klasyczny (genomowy) mechanizm działania, który polega na związaniu się hormonu z receptorem, translokacji do jądra komórkowego, dimeryzacji i wiązaniu się do swoistych elementów odpowiedzi w DNA, których obecność potwierdzono w promotorze genu PFKFB3 [36,57]. W przypadku regulacji ekspresji PFKFB3 na poziomie białka istotną rolę odgrywa jądrowa postać fosfatazy PTEN, której aktywność promuje łączenie się białka APC, będącego ligazą E3 z białkiem adaptorowym CDH1, wzmacniając tym samym supresorowe działanie kompleksu APC/CDH1 [81], zaangażowanego m.in. w proces degradacji PFKFB3 [3,35]. W pracach badawczych potwierdzono, że utrata ekspresji białka PTEN w mysich fibroblastach powoduje wzrost ekspresji PFKFB3, a tym samym podnosi stężenie fruktozo-2-6-bisfosforanu i aktywacji fosfofruktokinazy-1, podczas gdy ponowne wprowadzenie ekspresji PTEN obniża stężenie fruktozo-2,6-bisfosforanu oraz redukuje stężenie mleczanu. Bardzo ciekawe badania przeprowadzone na myszach transgenicznych z nadekspresją białka PTEN przez Garcię-Cao i wsp. [30] wykazują, że komórki tych organizmów charakteryzują się zmniejszonym zużyciem glukozy i zwiększoną intensywnością oddychania tlenowego, a co najważniejsze, większą opornością na transformację nowotworową [30]. Powyższe dane wydają się potwierdzać to, że fosfataza PTEN ma istotne znaczenie w regulacji ekspresji PFKFB3 na poziomie białka, a utrata ekspresji PTEN może się bezpośrednio przyczyniać do przeprogramowania metabolicznego komórek nowotworowych. Poziom PFKFB3 kontrolowany jest także przez modyfikację kowalencyjną białka jaką jest metylacja. Postać PFKFB3 asymetrycznie, podwójnie zmetylowana, w miejscach Arg131 i Arg134, przyczynia się do zwiększenia stężenia F-2,6-P2 , a tym samym aktywuje PFK-1 i zwiększa przemianę glukozy w szlaku glikolizy, podczas gdy postać niezmetylowana PFKFB3 ulega poliubikwitynacji i następnie degradacji w proteasomie, powodując spadek stężenia F-2,6-P2 , co obniża aktywność PFK-1 oraz zmniejsza tempo glikolizy. Ilość zmetylowanej PFKFB3 zależy m.in. od aktywności syntazy β-cystationinowej. W wyniku niewielkiej aktywności tego enzymu w komórce gromadzi się S-adenozylohomocystina (SAH), która allosterycznie blokuje metylotransferazy [37]. Mała aktywność syntazy β-cystationinowej jest obserwowana w czasie stresu oksydajnego, kiedy to indukowana jest oksygenaza hemowa, która generuje tlenek węgla, a on hamuje aktywność syntazy β-cystationiny. Podsumowując, stres oksydacyjny zmniejsza ilości aktywnej zmetylowanej PFK-2, co powoduje przesunięcie metabolizmu glukozy do szlaku pentozofosforanowego, dostarczającego NADPH, który odnawia komórkowe zapasy zredukowanego glutationu, chroniąc tym samym komórki przed wpływem stresu oksydacyjnego. Komórki takie doskonale radzą sobie z unieszkodliwianiem wolnych rodników, ale także dzięki tej zdolności zyskują oporność na chemioterapię i radioterapię [97]. Stres oksydacyjny wpływa hamująco na PFKFB3 również przez zmiany w stężeniu glutationu. Dzieje się tak na skutek znacznego spadku zredukowanego glutationu w komórce związanego z jego zużyciem podczas neutralizacji wolnych rodników. Zwiększa to ilość utlenionej postaci glutationu, promując przyłączenie reszty S-glutationowej do cysteiny w pozycji 206 znajdującej się w okolicy miejsca aktywnego PFKFB3, co znacząco zmniejsza aktywność katalitycznej enzymu i podobnie jak w przypadku metylacji PFKFB3 przesuwa metabolizm glukozy do szlaku pentozofosforanowego, dostarczającego NADPH. Opisane mechanizmy wskazują na bardzo precyzyjną regulację fosfofruktokinazy II w zależności od stanu redox komórki [76]. Jednocześnie obserwuje się mechanizmy epigenetyczne kontrolujące ekspresję PFKFB3. W nowotworze kości obniżone stężenie microRNA (miR- -26b) bezpośrednio przyczynia się do wzrostu ekspresji PFKFB3, a prace eksperymentalne dowodzą, że przywró- cenie ekspresji miR-26b in vitro obniża stężenie PFKFB3 oraz zahamowuje proliferację, migrację, inwazję oraz zmniejsza przemianę glukozy za pośrednictwem glikolizy [25]. Natomiast w przypadku nowotworu piersi, ekspresja PFKFB3 wydaje się negatywnie regulowana przez miR-206. W badaniach prowadzonych przez Ge i wsp. [32] udowodniono, że 17-β-estradiol wpływa na obniżenie stężenia miR-206 w komórkach nowotworu piersi pozytywnych dla receptora estrogenowego. Istotne znaczenie miR-206 w regulacji ekspresji PFKFB3 potwierdzono przez wprowadzenie in vitro nadekspresji miR-206, co doprowadziło do zmniejszenia stężenia fruktozo-2,6-bisfosforanu, obniżenia wytwarzania mleczanu oraz redukcji proliferacji i migracji komórek nowotworu piersi [32].

Czynnik transkrypcyjny HIF-1 jest zaangażowany także w mechanizm regulacji wysokiej ekspresji PFKFB4 w nowotworach. W promotorze genu PFKFB4 [14,52], podobnie jak w promotorze PFKFB3 [29,50], znajdują się miejsce wiązania czynnika transkrypcyjnego HIF-1. Poza potwierdzoną rolą hipoksji w regulacji ekspresji PFK-2, kodowanej przez gen PFKFB4, badanie przeprowadzone przez Li i wsp. [45] wykazały, że drastyczne obniżenie stężenia glukozy w komórkach nowotworu wątroby HepG2 redukuje ekspresję PFKFB4. Spadek ekspresji PFKFB4 skorelowany był ze spadkiem ekspresji oksygenazy hemowej-2 (HO-2) oraz wzrostem ekspresji oksygenazy hemowej-1 (HO-1), podczas gdy nadekspresja HO-2 indukowała wzrost ekspresji PFKFB4 [45]. Badania wydają się potwierdzać istnienie wzajemnej regulacji między stężeniem glukozy, ekspresją PFKFB4 oraz katabolizmem hemu.

Fosfofruktokinaza II w komórkach nowotworowych

Wiele badań wskazuje na występowanie ścisłej korelacji między karcenogenezą a podwyższoną aktywnością fosfofruktokinazy II, co potwierdzono w nowotworach stercza, gruczołu piersiowego, pęcherza, jajnika, szyjki macicy, tarczycy, okrężnicy, żołądka, płuc, trzustki, kości oraz w glejakach [5,10,11,14,25,32,33,53,54,71,100]. Jak już wspomniano, jedną z głównych funkcji glikolizy w komórkach nowotworowych jest generowanie produktów pośrednich, podstawowych dla ich przeżycia [12,47]. Intensywna biosynteza niezbędnych komórce intermediatów jest możliwa tylko przez utrzymanie dużej aktywności glikolitycznej, niezależ- nie od stanu energetycznego komórki [95]. W związku z tym, duża aktywność enzymu generującego fruktozo- -2,6-bisfosforan wydaje się bardzo pożądana w nowotworach. W obliczu dotychczasowych badań wykazano, że w komórkach nowotworowych najczęściej nadekspresji ulegają izoformy kodowane przez geny PFKFB3 oraz PFKFB4 [5,7,8,14,71,100]. PFKFB3 charakteryzuje się bardzo wysokim stosunkiem aktywności domeny kinazowej do domeny fosfatazowej (740:1) [13], co sprawia, że izoenzym ten jest głównym źródłem fruktozo-2,6-bisfosforanu w wielu rozwijających się nowotworach. Wyciszenie ekspresji PFKFB3 w komórkach nowotworu szyjki macicy znacznie obniża stężenie fruktozo-2,6-bisfosforanu oraz ich aktywność glikolityczną, obniżając żywotność oraz zahamowując niezależny od kontaktu komórkowego wzrost [11]. W nowotworze kości natomiast obniżenie ekspresji PFKFB3 powoduje zahamowanie proliferacji, migracji i inwazji oraz zmniejsza przemianę glukozy w szlaku glikolizy. Podobne dane otrzymano, analizując komórki nowotworu piersi, gdzie wyciszenie ekspresji PFKFB3 skutkowało obniżeniem wytwarzania mleczanu oraz redukcją proliferacji i migracji komórek. Telang i wsp. wykazali, że transformacja mysich fibroblastów płucnych onkogenem H-ras indukuje niezależny od kontaktu komórkowego wzrost tylko w fibroblastach izolowanych od myszy o genotypie PFKFB3+/+, natomiast niezależny od kontaktu komórkowego wzrost nie był obserwowany u myszy o genotypie PFKFB3+/-. Wykazano, że fibroblasty o genotypie PFKFB3+/- mają obniżone stężenie fruktozo-2,6-bisfosforanu w porównaniu z fibroblastami PFKFB3+/+ [82]. Można sugerować, że brak hamowania fosfofruktokinazy I przez ATP może mieć istotne znaczenie w indukowanej onkogenem H-ras transformacji fibroblastów, a przeprowadzone badania wskazują na bezpośredni związek między wysoką ekspresją PFKFB3, prowadzącą do intensyfikacji glikolizy, a procesem kancerogenezy. Znacząca jest także rola domeny kinazowej PFKFB3, która nie ogranicza się wyłącznie do stymulacji glikolizy. Yalcin i wsp. wykazali, że jeden z wariantów składania nr 5, PFKFB3 [39], najczęściej ulegający ekspresji w komórkach nowotworowch [78], umiejscawia się w jądrze komórkowym, podczas gdy lokalizacja PFKFB4 była wyłącznie cytoplazmatyczna [94]. Jądrowe umiejscowienie PFKFB3 zaobserwowano in vitro w nowotworze okrężnicy, piersi oraz szyjki macicy, a domena karboksylowa okazała się podstawowa dla pojawienia się białka w jądrze komórkowym. Eksperymentalna nadekspresja PFKFB3 w nowotworze szyjki macicy wykazała wzrost stężenia głównych białek cyklu komórkowego, tj. cyklinozależnej kinazy 1 (CDK1), białka Cdc25C oraz cykliny D3. Jednocześnie zaobserwowano zwiększoną fosforylację treoniny 187 białka p27, prowadzącą do destabilizacji i degradacji tego białka. Fosforylacja p27 nie wynikała bezpośrednio z aktywności domeny kinazowej PFKFB3, ale jak wykazano, była wynikiem wzrostu stężenia fruktozo-2,6-bisfosforanu w jądrze komórkowym [94]. Yalcin i wsp. założyli hipotetycznie, że w zależności od rodzaju stymulacji komórki może dochodzić do wzrostu stężenia fruktozo-2,6-bisfosforanu w cytoplazmie, co promuje glikolizę lub do wzrostu stężenia fruktozo-2,6-bisfosforanu w jądrze komórkowym, co bezpośrednio przyczynia się do podniesienia potencjału proliferacyjnego. Autorzy zasugerowali, że fruktozo- -2,6-bisfosforan może działać jako bezpośredni aktywator allosteryczny Cdk1. W fazie G1 cyklu komórkowego Cdk1 jest nieaktywna z powodu małego poziomu ekspresji cykliny A i cykliny B1, podstawowych dla jej aktywacji. Zatem allosteryczna aktywacja Cdk1 przez fruktozo-2,6-bisfosforan prowadząc do fosforylacji białka p27 oraz białka retinoblastomy (Rb), może wpływać na deregulację i skró- cenie fazy G1, co często stwierdza się w nowotworach [94]. Yalcin i wsp. wykazali, że wyciszenie endogennej ekspresji PFKFB3 w komórkach nowotworu szyjki macicy powodowało zahamowanie aktywności Cdk1, stabilizację białka p27 oraz zatrzymanie cyklu komórkowego w fazie G1, natomiast wyciszenie endogennej ekspresji PFKFB3 było całkowicie zniesione, jeżeli jednocześnie wyciszona została ekspresja p27. Badania te sugerują, że fruktozo-2,6-bisfosforan może łączyć niezależnie funkcję aktywatora glikolizy oraz stymulatora proliferacji [94,96]. Niewątpliwie jest to bardzo istotna obserwacja i ważne jest zweryfikowanie jądrowej lokalizacji PFKFB3 również w innych nowotworach. Nie bez powodu podkreśla się także funkcję PFKFB4 w komórkach nowotworowych. Wyciszenie ekspresji PFKFB4 w komórkach glejaków prowadziło do ich apoptozy [33], a nowotworowe komórki macierzyste w glejakach charakteryzowały się podniesioną ekspresją PFKFB4, podczas gdy ekspresja PFKFB3 była obniżona, co sugeruje, że główną rolę w utrzymaniu optymalnego stężenia fruktozo-2,6-bisfosforanu pełni w tych komórkach PFKFB4. Inne doniesienia podkreślają istotne znaczenie PFKFB4 dla progresji nowotworu stercza [70]. W komórkach tych w białku kodowanym przez PFKFB4 dominuje aktywność domeny fosfatazowej, a to w wyniku wyciszenia PFKFB4 prowadziło do wzrostu stężenia fruktozo-2,6-bisfosforanu w trzech z czterech badanych linii komórkowych. Wzrost fruktozo-2,6-bisfosforanu doprowadził do przekierowania glukozo-6-fosforanu na drogę glikolizy, co zmniejszyło jego dostępność dla cyklu pentozofosforanowego, a tym samym obniżone zostało stężenie NADPH oraz zredukowanego glutationu. W wyniku obserwowanych zmian nasilił się stres oksydacyjny oraz śmierć komórkowa. Zastosowanie antyutleniaczy całkowicie odwróciło efekt wyciszenia PFKFB4 [71]. Opisane badania wydają się kontrowersyjne w odniesieniu do hipotezy, która zakłada, że duże stężenie fruktozo-2,6-bisfosforanu promuje progresję nowotworu przez stymulację aktywności glikolitycznej. Jednak można rozwa- żać, że duże stężenie fruktozo-2,6-bisfosforanu jest istotne tylko dla nowotworowych komórek znajdujących się w środowisku hipoksycznym, ponieważ nasilona glikoliza pozwoli na utrzymanie odpowiedniego poziomu ATP w komórce i przeżycie. W warunkach normoksycznych natomiast obniżone stężenie fruktozo-2,6-bisfosforanu umożliwiać może przekierowanie gromadzącego się glukozo-6-fosforanu na drogę szlaku pentozofosforanowego, indukując biosyntezę pentoz oraz NADPH niezbędnych dla syntez redukcyjnych i ochrony komórki przed RFT. W związku z tym szczególnie istotna dla komórki nowotworowej wydaje się modulacja aktywności domeny kinazowej oraz fosfatazowej w zależności od wymagań mikrośrodowiska. Najnowsze badania Chesneya i wsp. nie potwierdzają jednak przewagi aktywności domeny fosfatazowej PFKFB4 [14]. W badaniach na nowotworach, w tym także na nowotworze stercza, autorzy wykazali, że wyciszenie lub selektywne hamowanie ekspresji PFKFB4 obniża stężenie fruktozo-2,6-bisfosforanu, zmniejsza pobór glukozy oraz prowadzi do spadku ilości ATP w komórce. Dodatkowo, Chesney i wsp. wskazali, że PFKFB4 jest najważniejszym enzymem dla przeżycia komórek nowotworowych w warunkach hipoksji, wzmagając glikolityczne wytwarzanie ATP, w czasie gdy niemożliwe jest funkcjonowanie łań- cucha oddechowego. Dostępność tlenu, szybkość zachodzących procesów metabolicznych, przepływ i dostępność intermediatów glikolizy, a także ich wzajemne oddziaływania wydają się istotne w regulacji prawidłowych i nowotworowych procesów w komórkach. Bez wątpienia można stwierdzić, że dalsze prace badawcze są konieczne, aby zweryfikować przeciwstawne wyniki publikowane przez różne grupy badawcze, co powinno zaowocować opracowaniem odpowiedniej terapii w walce z różnymi typami nowotworów.

Podsumowanie

W komórkach nowotworowych powszechnie obserwuje się przeprogramowanie metabolizmu w kierunku procesu intensywnie zachodzącej beztlenowej glikolizy. Wzrost szybkości przemian glukozy w wyniku glikolizy w znacznym stopniu wynika z nadekspresji enzymów glikolitycznych. Jednym z enzymów mają- cych bardzo istotny wpływ na tempo glikolizy jest fosfofruktokinaza II. Publikowane dane jednoznacznie wskazują na istnienie korelacji między wysoką ekspresją fosfofruktokinazy II a agresywnością nowotworu. Niewątpliwie dokładniejsze poznanie mechanizmów i konsekwencji wysokiej ekspresji fosfofruktokinazy II przyczyni się do lepszego zrozumienia podstaw przeprogramowania metabolicznego nowotworów, co w przyszłości może zaowocować pojawieniem się nowych leków skutecznie uderzających w zmieniony metabolizm komórek nowotworowych.

Przypisy

• 1. Akashi M., Shaw G., Hachiya M., Elstner E., Suzuki G., Koeffler P.:Number and location of AUUUA motifs: role in regulating transientlyexpressed RNAs. Blood, 1994; 83: 3182-3187
  Google Scholar
• 2. Al Hasawi N., Alkandari M.F., Luqmani Y.A.: Phosphofructokinase:a mediator of glycolytic flux in cancer progression. Crit. Rev. Oncol.Hematol., 2014; 92: 312-321
  Google Scholar
• 3. Almeida A., Bolanos J.P., Moncada S.: E3 ubiquitin ligase APC/C–Cdh1 accounts for the Warburg effect by linking glycolysis to cellproliferation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2010; 107: 738-741 4 Altenberg B., Greulich K.O.: Genes of glycolysis are ubiquitouslyoverexpressed in 24 cancer classes. Genomics, 2004; 84: 1014-1020
  Google Scholar
• 4. (PFKFB4) is required forthe glycolytic response to hypoxia and tumor growth. Oncotarget,2014; 5: 6670-6686
  Google Scholar
• 5. Atsumi T., Chesney J., Metz C., Leng L., Donnelly S., Makita Z.,Mitchell R., Bucala R.: High expression of inducible 6-phosphofructo-2-kinase/fructose-2,6-bisphosphatase(iPFK-2; PFKFB3) in humancancers. Cancer Res., 2002; 62: 5881-5887
  Google Scholar
• 6. Baek D., Davis C., Ewing B., Gordon D., Green P.: Characterizationand predictive discovery of evolutionarily conserved mammalianalternative promoters. Genome Res., 2007; 17: 145-155
  Google Scholar
• 7. Bando H., Atsumi T., Nishio T., Niwa H., Mishima S., ShimizuC., Yoshioka N., Bucala R., Koike T.: Phosphorylation of the 6-phosphofructo-2-kinase/fructose2,6-bisphosphatase/PFKFB3 familyof glycolytic regulators in human cancer. Clin. Cancer Res., 2005;11: 5784-5792
  Google Scholar
• 8. Bartrons R., Caro J.: Hypoxia, glucose metabolism and the Warburg’seffect. J. Bioenerg. Biomembr., 2007; 39: 223-229
  Google Scholar
• 9. Bertrand L., Alessi D.R., Deprez J., Deak M., Viaene E., Rider M.H.,Hue L.: Heart 6-phosphofructo-2-kinase activation by insulin resultsfrom Ser-466 and Ser-483 phosphorylation and requires 3-phosphoinositide-dependentkinase-1, but not protein kinase B. J. Biol.Chem., 1999; 274: 30927-30933
  Google Scholar
• 10. Bobarykina A.Y., Minchenko D.O., Opentanova I.L., Moenner M.,Caro J., Esumi H., Minchenko O.H.: Hypoxic regulation of PFKFB-3and PFKFB-4 gene expression in gastric and pancreatic cancer cell lines and expression of PFKFB genes in gastric cancers. Acta Biochim.Pol., 2006; 53: 789-799
  Google Scholar
• 11. Calvo M.N., Bartrons R., Castano E., Perales J.C., Navarro-SabateA., Manzano A.: PFKFB3 gene silencing decreases glycolysis, inducescell-cycle delay and inhibits anchorage-independent growth in HeLacells. FEBS Lett., 2006; 580: 3308-3314
  Google Scholar
• 12. Cantor J.R., Sabatini D.M.: Cancer cell metabolism: one hallmark,many faces. Cancer Discov., 2012; 2: 881-898
  Google Scholar
• 13. Chesney J., Clark J., Klarer A.C., Imbert-Fernandez Y., Lane A.N.,Telang S.: Fructose-2,6-bisphosphate synthesis by 6-phosphofructo-2-kinase/fructose-2,6-bisphosphatase
  Google Scholar
• 14. Chesney J., Mitchell R., Benigni F., Bacher M., Spiegel L., Al-AbedY., Han J.H., Metz C., Bucala R.: An inducible gene product for 6-phosphofructo-2-kinasewith an AU-rich instability element: Role intumor cell glycolysis and the Warburg effect. Proc. Natl. Acad. Sci.USA, 1999; 96: 3047-3052
  Google Scholar
• 15. Christofk H.R., Vander-Heiden M.G., Harris M.H., RamanathanA., Gerszten R.E., Wei R., Fleming M.D., Schreiber S.L., Cantley L.C.:The M2 splice isoform of pyruvate kinase is important for cancermetabolism and tumour growth. Nature, 2008; 452: 230-233
  Google Scholar
• 16. Dang C.V.: MYC on the path to cancer. Cell, 2012; 149: 22-35
  Google Scholar
• 17. Dang C.V.: Rethinking the Warburg effect with Myc micromanagingglutamine metabolism. Cancer Res., 2010; 70: 859-862
  Google Scholar
• 18. Darville M.I., Antoine I.V., Rousseau G.G.: Characterization ofan enhancer upstream from the muscle-type promoter of a geneencoding 6-phosphofructo-2-kinase/fructose-2,6-bisphosphatase.Nucleic Acids Res., 1992; 20: 3575-3583
  Google Scholar
• 19. DeBerardinis R.J., Lum J.J., Hatzivassiliou G., Thompson C.B.: Thebiology of cancer: metabolic reprogramming fuels cell growth andproliferation. Cell Metab., 2008; 7: 11-20
  Google Scholar
• 20. Dennis P.B., Jaeschke A., Saitoh M., Fowler B., Kozma S.C., ThomasG.: Mammalian TOR: a homeostatic ATP sensor. Science, 2001;294: 1102-1105
  Google Scholar
• 21. Deprez J., Bertrand L., Alessi D.R., Krause U., Hue L., Rider M.H.:Partial purification and characterization of a wortmannin-sensitiveand insulin-stimulated protein kinase that activates heart 6-phosphofructo-2-kinase.Biochem. J., 2000; 347: 305-312
  Google Scholar
• 22. Deprez J., Vertommen D., Alessi D.R., Hue L., Rider M.H.: Phosphorylationand activation of heart 6-phosphofructo-2-kinase byprotein kinase B and other protein kinases of the insulin signalingcascades. J. Biol. Chem., 1997; 272: 17269-17275
  Google Scholar
• 23. Diaz-Ruiz R., Averet N., Araiza D., Pinson B., Uribe-Carvajal S.,Devin A., Rigoulet M.: Mitochondrial oxidative phosphorylation isregulated by fructose 1,6-bisphosphate. A possible role in Crabtreeeffect induction? J. Biol. Chem., 2008; 283: 26948-26955
  Google Scholar
• 24. Diaz-Ruiz R., Rigoulet M., Devin A.: The Warburg and Crabtreeeffects: on the origin of cancer cell energy metabolism and of yeastglucose repression. Biochim. Biophys. Acta, 2011; 1807: 568-576
  Google Scholar
• 25. Du J.Y., Wang L.F., Wang Q., Yu L.D.: miR-26b inhibits proliferation,migration, invasion and apoptosis induction via the downregulationof 6-phosphofructo-2-kinase/fructose-2,6-bisphosphatase-3driven glycolysis in osteosarcoma cells. Oncol. Rep., 2015;33: 1890-1898
  Google Scholar
• 26. Dupriez V.J., Darville M.I., Antoine I.V., Gegonne A., Ghysdael J.,Rousseau G.G.: Characterization of a hepatoma mRNA transcribedfrom a third promoter of a 6-phosphofructo-2-kinase/fructose-2,6–bisphosphatase-encoding gene and controlled by ets oncogene–related products. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1993; 90: 8224-8228
  Google Scholar
• 27. Fais S., Venturi G., Gatenby B.: Microenvironmental acidosis incarcinogenesis and metastases: New strategies in prevention and therapy. Cancer Metastasis Rev., 2014; 33: 1095-1108
  Google Scholar
• 28. Fernandez-Checa J.C., Kaplowitz N., Garcia-Ruiz C., Colell A.,Miranda M., Mari M., Ardite E., Morales A.: GSH transport in mitochondria:defense against TNF-induced oxidative stress and alcohol–induced defect. Am. J. Physiol., 1997; 273: G7-G17
  Google Scholar
• 29. Fukasawa M., Tsuchiya T., Takayama E., Shinomiya N., UyedaK., Sakakibara R., Seki S.: Identification and characterization of thehypoxia-responsive element of the human placental 6-phosphofructo-2-kinase/fructose-2,6-bisphosphatasegene. J. Biochem., 2004;136: 273-277
  Google Scholar
• 30. Garcia-Cao I., Song M.S., Hobbs R.M., Laurent G., Giorgi C., deBoer V.C., Anastasiou D., Ito K., Sasaki A.T., Rameh L., Carracedo A.,Vander Heiden M.G., Cantley L.C., Pinton P., Haigis M.C., Pandolfi P.P.:Systemic elevation of PTEN induces a tumor-suppressive metabolicstate. Cell, 2012; 149: 49-62
  Google Scholar
• 31. Gatt S., Racker E.: Regulatory mechanisms in carbohydrate metabolism.I. Crabtree effect in reconstructed systems. J. Biol. Chem.,1959; 234: 1015-1023
  Google Scholar
• 32. Ge X., Lyu P., Cao Z., Li J., Guo G., Xia W., Gu Y.: Overexpressionof miR-206 suppresses glycolysis, proliferation and migration inbreast cancer cells via PFKFB3 targeting. Biochem. Biophys. Res.Commun., 2015; 463: 1115-1121
  Google Scholar
• 33. Goidts V., Bageritz J., Puccio L., Nakata S., Zapatka M., BarbusS., Toedt G., Campos B., Korshunov A., Momma S., Van SchaftingenE., Reifenberger G., Herold-Mende C., Lichter P., RadlwimmerB.: RNAi screening in glioma stem-like cells identifies PFKFB4 as akey molecule important for cancer cell survival. Oncogene, 2012;31: 3235-3243
  Google Scholar
• 34. Hanahan D., Weinberg R.A.: Hallmarks of cancer: the next generation.Cell, 2011; 144: 646-674
  Google Scholar
• 35. Herrero-Mendez A., Almeida A., Fernandez E., Maestre C., MoncadaS, Bolanos J.P.: The bioenergetic and antioxidant status of neuronsis controlled by continuous degradation of a key glycolytic enzymeby APC/C-Cdh1. Nat. Cell Biol., 2009; 11: 747-752
  Google Scholar
• 36. Imbert-Fernandez Y., Clem B.F., O’Neal J., Kerr D.A., SpauldingR., Lanceta L., Clem A.L., Telang S., Chesney J.: Estradiol stimulatesglucose metabolism via 6-phosphofructo-2-kinase (PFKFB3). J. Biol.Chem., 2014; 289: 9440-9448
  Google Scholar
• 37. James S.J., Melnyk S., Pogribna M., Pogribny I.P., Caudill M.A.:Elevation in S-adenosylhomocysteine and DNA hypomethylation:Potential epigenetic mechanism for homocysteine-related pathology.J. Nutr., 2002; 132: 2361S-2366S
  Google Scholar
• 38. Jenkins C.M., Yang J., Sims H.F., Gross R.W.: Reversible high affinityinhibition of phosphofructokinase-1 by acyl-CoA: a mechanismintegrating glycolytic flux with lipid metabolism. J. Biol. Chem.,2011; 286: 11937-11950
  Google Scholar
• 39. Kessler R., Eschrich K.: Splice isoforms of ubiquitous 6-phosphofructo-2-kinase/fructose-2,6-bisphosphatasein human brain. BrainRes. Mol. Brain Res., 2001; 87: 190-195
  Google Scholar
• 40. Kim J.W., Gao P., Liu Y.C., Semenza G.L., Dang C.V.: Hypoxia-induciblefactor 1 and dysregulated c-Myc cooperatively induce vascularendothelial growth factor and metabolic switches hexokinase 2 andpyruvate dehydrogenase kinase 1. Mol. Cell Biol., 2007; 27: 7381-7393
  Google Scholar
• 41. Kim J.W., Zeller K.I., Wang Y., Jegga A.G., Aronow B.J., O’DonnellK.A., Dang C.V.: Evaluation of myc E-box phylogenetic footprints inglycolytic genes by chromatin immunoprecipitation assays. Mol.Cell. Biol., 2004; 24: 5923-5936
  Google Scholar
• 42. Koppenol W.H., Bounds P.L., Dang C.V.: Otto Warburg’s contributionsto current concepts of cancer metabolism. Nat. Rev. Cancer,2011; 11: 325-337
  Google Scholar
• 43. Kumar P., Gullberg U., Olsson I., Ajore R.: Myeloid translocationgene-16 co-repressor promotes degradation of hypoxia-induciblefactor 1. PLoS One, 2015; 10: e0123725
  Google Scholar
• 44. Laplante M., Sabatini D.M.: mTOR signaling in growth controland disease. Cell, 2012; 149: 274-293
  Google Scholar
• 45. Li B., Takeda K., Ishikawa K., Yoshizawa M., Sato M., Shibahara S.,Furuyama K.: Coordinated expression of 6-phosphofructo-2-kinase/fructose-2,6-bisphosphatase 4 and heme oxygenase 2: Evidence fora regulatory link between glycolysis and heme catabolism. TohokuJ. Exp. Med., 2012; 228: 27-41
  Google Scholar
• 46. Liou G.Y., Storz P.: Reactive oxygen species in cancer. Free Radic.Res., 2010; 44: 479-496
  Google Scholar
• 47. Locasale J.W., Cantley L.C.: Metabolic flux and the regulation ofmammalian cell growth. Cell Metab., 2011; 14: 443-451
  Google Scholar
• 48. Manola J., Atkins M., Ibrahim J., Kirkwood J.: Prognostic factorsin metastatic melanoma: A pooled analysis of Eastern CooperativeOncology Group trials. J. Clin. Oncol., 2000; 18: 3782-3793
  Google Scholar
• 49. Marsin A.S., Bouzin C., Bertrand L., Hue L.: The stimulation ofglycolysis by hypoxia in activated monocytes is mediated by AMPactivatedprotein kinase and inducible 6-phosphofructo-2-kinase.J. Biol. Chem., 2002; 277: 30778-30783
  Google Scholar
• 50. Minchenko A., Leshchinsky I., Opentanova I., Sang N., SrinivasV., Armstead V., Caro J.: Hypoxia-inducible factor-1-mediated expressionof the 6-phosphofructo-2-kinase/fructose-2,6-bisphosphatase-3(PFKFB3) gene. Its possible role in the Warburg effect. J. Biol. Chem.,2002; 277: 6183-6187
  Google Scholar
• 51. Minchenko O., Opentanova I., Caro J.: Hypoxic regulation ofthe 6-phosphofructo-2-kinase/fructose-2,6-bisphosphatase genefamily (PFKFB-1-4) expression in vivo. FEBS Lett., 2003; 554: 264-270
  Google Scholar
• 52. Minchenko O., Opentanova I., Minchenko D., Ogura T., EsumiH.: Hypoxia induces transcription of 6-phosphofructo-2-kinase/fructose-2,6-biphosphatase-4 gene via hypoxia-inducible factor-1αactivation. FEBS Lett., 2004; 576: 14-20
  Google Scholar
• 53. Minchenko O.H., Ogura T., Opentanova I.L., Minchenko D.O.,Ochiai A., Caro J., Komisarenko S.V., Esumi H.: 6-Phosphofructo-2-kinase/fructose-2,6-bisphosphatase gene family overexpressionin human lung tumor. Ukr. Biokhim. Zh., 2005; 77: 46-50
  Google Scholar
• 54. Minchenko O.H., Opentanova I.L., Ogura T., Minchenko D.O.,Komisarenko S.V., Caro J., Esumi H.: Expression and hypoxia-responsivenessof 6-phosphofructo-2-kinase/fructose-2,6-bisphosphatase 4 in mammary gland malignant cell lines. Acta Biochim. Pol., 2005;52: 881-888
  Google Scholar
• 55. Moreno-Sanchez R., Rodriguez-Enriquez S., Marin-HernandezA., Saavedra E.: Energy metabolism in tumor cells. FEBS J., 2007;274: 1393-1418
  Google Scholar
• 56. Navarro-Sabate A., Manzano A., Riera L., Rosa J.L., Ventura F.,Bartrons R.: The human ubiquitous 6-phosphofructo-2-kinase/fructose-2,6-bisphosphatasegene (PFKFB3): Promoter characterizationand genomic structure. Gene., 2001; 264: 131-138
  Google Scholar
• 57. Novellasdemunt L., Bultot L., Manzano A., Ventura F., Rosa J.L.,Vertommen D., Rider M.H., Navarro-Sabate A., Bartrons R.: PFKFB3activation in cancer cells by the p38/MK2 pathway in response tostress stimuli. Biochem. J., 2013; 452: 531-543
  Google Scholar
• 58. Novellasdemunt L., Obach M., Millan-Arino L., Manzano A., VenturaF., Rosa J.L., Jordan A., Navarro-Sabate A., Bartrons R.: Progestinsactivate 6-phosphofructo-2-kinase/fructose-2,6-bisphosphatase 3 (PFKFB3) in breast cancer cells. Biochem. J., 2012; 442: 345-356
  Google Scholar
• 59. Obach M., Navarro-Sabate A., Caro J., Kong X., Duran J., GomezM., Perales J.C., Ventura F., Rosa J.L., Bartrons R.: 6-Phosphofructo-2-kinase (pfkfb3) gene promoter contains hypoxia-inducible factor-1binding sites necessary for transactivation in response to hypoxia.J. Biol. Chem., 2004; 279: 53562-53570
  Google Scholar
• 60. Okar D.A., Lange A.J.: Fructose-2,6-bisphosphate and control ofcarbohydrate metabolism in eukaryotes. Biofactors, 1999; 10: 1-14
  Google Scholar
• 61. Okar D.A., Manzano A., Navarro-Sabate A., Riera L., Bartrons R., Lange A.J.: PFK-2/FBPase-2: Maker and breaker of the essentialbiofactor fructose-2,6-bisphosphate. Trends Biochem. Sci., 2001;26: 30-35
  Google Scholar
• 62. Osthus R.C., Shim H., Kim S., Li Q., Reddy R., Mukherjee M., XuY., Wonsey D., Lee L.A., Dang C.V.: Deregulation of glucose transporter 1 and glycolytic gene expression by c-Myc. J. Biol. Chem.,2000; 275: 21797-21800
  Google Scholar
• 63. Peet A., Lieberman M.A., Marks A.: Marks’ Basic Medical Biochemistry.A Clinical Approach, 2005; p.897
  Google Scholar
• 64. Pilkis S.J., Claus T.H., Kurland I.J., Lange A.J.: 6-Phosphofructo–2-kinase/fructose-2,6-bisphosphatase: A metabolic signaling enzyme.Annu. Rev. Biochem., 1995; 64: 799-835
  Google Scholar
• 65. Pilkis S.J., el-Maghrabi M.R., Claus T.H.: Hormonal regulationof hepatic gluconeogenesis and glycolysis. Annu. Rev. Biochem.,1998; 57: 755-783
  Google Scholar
• 66. Pilkis S.J., Fox E., Wolfe L., Rothbarth L., Colosia A., Stewart H.B.,el-Maghrabi M.R.: Hormonal modulation of key hepatic regulatoryenzymes in the gluconeogenic/glycolytic pathway. Ann. N Y Acad.Sci., 1986; 478: 1-19
  Google Scholar
• 67. Raffaghello L., Lee C., Safdie F.M., Wei M., Madia F., Bianchi G.,Longo V.D.: Starvation-dependent differential stress resistance protectsnormal but not cancer cells against high-dose chemotherapy.Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2008; 105: 8215-8220
  Google Scholar
• 68. Rider M.H., Bertrand L., Vertommen D., Michels P.A., RousseauG.G., Hue L.: 6-phosphofructo-2-kinase/fructose-2,6-bisphosphatase:head-to-head with a bifunctional enzyme that controls glycolysis.Biochem. J., 2004; 381: 561-579
  Google Scholar
• 69. Rider M.H., van Damme J., Vertommen D., Michel A., VandekerckhoveJ., Hue L.: Evidence for new phosphorylation sites for proteinkinase C and cyclic AMP-dependent protein kinase in bovine heart6-phosphofructo-2-kinase/fructose-2,6-bisphosphatase. FEBS Lett.,1992; 310: 139-142
  Google Scholar
• 70. Rodriguez-Enriquez S., Juarez O., Rodriguez-Zavala J.S., Moreno-SanchezR.: Multisite control of the Crabtree effect in asciteshepatoma cells. Eur. J. Biochem., 2001; 268: 2512-2519
  Google Scholar
• 71. Ros S., Santos C.R., Moco S., Baenke F., Kelly G., Howell M., ZamboniN., Schulze A.: Functional metabolic screen identifies 6-phosphofructo-2-kinase/fructose-2,6-biphosphatase 4 as an importantregulator of prostate cancer cell survival. Cancer Discov., 2012; 2:328-343
  Google Scholar
• 72. Ros S., Schulze A.: Balancing glycolytic flux: the role of 6-phosphofructo-2-kinase/fructose2,6-bisphosphatases in cancer metabolism.Cancer Metab., 2013; 1: 8
  Google Scholar
• 73. Schafer Z.T., Grassian A.R., Song L., Jiang Z., Gerhart-Hines Z.,Irie H.Y., Gao S., Puigserver P., Brugge J.S.: Antioxidant and oncogenerescue of metabolic defects caused by loss of matrix attachment.Nature, 2009; 461: 109-113
  Google Scholar
• 74. Semenza G.L.: HIF-1 mediates metabolic responses to intratumoralhypoxia and oncogenic mutations. J. Clin. Invest., 2013; 123:3664-3671
  Google Scholar
• 75. Semenza G.L.: Hypoxia-inducible factor 1 (HIF-1) pathway. Sci.STKE, 2007; 407: cm8
  Google Scholar
• 76. Seo M., Lee Y.H.: PFKFB3 regulates oxidative stress homeostasisvia its S-glutathionylation in cancer. J. Mol. Biol., 2014; 426: 830-842
  Google Scholar
• 77. Shim H., Dolde C., Lewis B.C., Wu C.S., Dang G., Jungmann R.A.,Dalla-Favera R., Dang C.V.: c-Myc transactivation of LDH-A: Implicationsfor tumor metabolism and growth. Proc. Natl. Acad. Sci. USA,1997; 94: 6658-6663
  Google Scholar
• 78. Shim H., Lewis B.C., Dolde C., Li Q., Wu C.S., Chun Y.S., Dang C.V.:Myc target genes in neoplastic transformation. Curr. Top. Microbiol.Immunol., 1997; 224: 181-190
  Google Scholar
• 79. Soga T.: Cancer metabolism: Key players in metabolic reprogramming. Cancer Sci., 2013; 104: 275-281
  Google Scholar
• 80. Sola-Penna M., Da Silva D., Coelho W.S., Marinho-Carvalho M.M.,Zancan P.: Regulation of mammalian muscle type 6-phosphofructo-1-kinaseand its implication for the control of the metabolism.IUBMB Life., 2010; 62: 791-796
  Google Scholar
• 81. Song M.S., Carracedo A., Salmena L., Song S.J., Egia A., MalumbresM., Pandolfi P.P.: Nuclear PTEN regulates the APC-CDH1 tumor–suppressive complex in a phosphatase-independent manner. Cell,2011; 144: 187-199
  Google Scholar
• 82. Telang S., Yalcin A., Clem A.L., Bucala R., Lane A.N., Eaton J.W.,Chesney J.: Ras transformation requires metabolic control by 6-phosphofructo-2-kinase.Oncogene, 2006; 25: 7225-7234
  Google Scholar
• 83. Uyeda K., Furuya E., Luby L.J.: The effect of natural and syntheticD-fructose 2,6-bisphosphate on the regulatory kinetic propertiesof liver and muscle phosphofructokinases. J. Biol. Chem., 1981; 256:8394-8399
  Google Scholar
• 84. Van Schaftingen E.: Fructose 2,6-bisphosphate. Adv. Enzymol.Relat. Areas Mol. Biol., 1987; 59: 315-395
  Google Scholar
• 85. Van Schaftingen E., Hue L., Hers H.G.: Fructose 2,6-bisphosphate,the probably structure of the glucose- and glucagon-sensitivestimulator of phosphofructokinase. Biochem. J., 1980; 192: 897-901
  Google Scholar
• 86. Vander Heiden M.G., Cantley L.C., Thompson C.B.: Understandingthe Warburg effect: The metabolic requirements of cell proliferation.Science, 2009; 324: 1029-1033
  Google Scholar
• 87. Vaughn A.E., Deshmukh M.: Glucose metabolism inhibits apoptosisin neurons and cancer cells by redox inactivation of cytochromec. Nat. Cell. Biol., 2008; 10: 1477-1483
  Google Scholar
• 88. Veech R.L., Lawson J.W., Cornell N.W., Krebs H.A.: Cytosolic phosphorylationpotential. J. Biol. Chem., 1979; 254: 6538-6547
  Google Scholar
• 89. Walenta S., Salameh A., Lyng H., Evensen J.F., Mitze M., RofstadE.K., Mueller-Klieser W.: Correlation of high lactate levels in headand neck tumors with incidence of metastasis. Am. J. Pathol., 1997;150: 409-415
  Google Scholar
• 90. Walenta S., Wetterling M., Lehrke M., Schwickert G., Sundfor K.,Rofstad E.K., Mueller-Klieser W.: High lactate levels predict likelihoodof metastases, tumor recurrence, and restricted patient survival inhuman cervical cancers. Cancer Res., 2000; 60: 916-921
  Google Scholar
• 91. Warburg O.: On respiratory impairment in cancer cells. Science,1956; 124: 269-270
  Google Scholar
• 92. Warburg O., Wind F., Negelein E.: The metabolism of tumors inthe body. J. Gen. Physiol., 1927; 8: 519-530
  Google Scholar
• 93. Wu C., Khan S.A., Peng L.J., Lange A.J.: Roles for fructose-2,6-bisphosphate in the control of fuel metabolism: beyond its allostericeffects on glycolytic and gluconeogenic enzymes. Adv. EnzymeRegul., 2006; 46: 72-88
  Google Scholar
• 94. Yalcin A., Clem B.F., Imbert-Fernandez Y., Ozcan S.C., Peker S.,O’Neal J., Klarer A.C., Clem A.L., Telang S., Chesney J.: 6-Phosphofructo-2-kinase(PFKFB3) promotes cell cycle progression and suppressesapoptosis via Cdk1-mediated phosphorylation of p27. CellDeath Dis., 2014; 5: e1337
  Google Scholar
• 95. Yalcin A., Clem B.F., Simmons A., Lane A., Nelson K., Clem A.L.,Brock E., Siow D., Wattenberg B., Telang S., Chesney J.: Nuclear targetingof 6-phosphofructo-2-kinase (PFKFB3) increases proliferationvia cyclin-dependent kinases. J. Biol. Chem., 2009; 284: 24223-24232
  Google Scholar
• 96. Yalcin A., Telang S., Clem B., Chesney J.: Regulation of glucosemetabolism by 6-phosphofructo-2-kinase/fructose-2,6-bisphosphatasesin cancer. Exp. Mol. Pathol., 2009; 86: 174-179
  Google Scholar
• 97. Yamamoto T., Takano N., Ishiwata K., Ohmura M., Nagahata Y.,Matsuura T., Kamata A., Sakamoto K., Nakanishi T., Kubo A., HishikiT., Suematsu M.: Reduced methylation of PFKFB3 in cancer cellsshunts glucose towards the pentose phosphate pathway. Nat. Commun.,2014; 5: 3480
  Google Scholar
• 98. Yecies J.L., Manning B.D.: mTOR links oncogenic signaling totumor cell metabolism. J. Mol. Med., 2011; 89: 221-228
  Google Scholar
• 99. Yecies J.L., Manning B.D.: Transcriptional control of cellularmetabolism by mTOR signaling. Cancer Res., 2011; 71: 2815-2820
  Google Scholar
• 100. Yun S.J., Jo S.W., Ha Y.S., Lee O.J., Kim W.T., Kim Y.J., Lee S.C., KimW.J.: PFKFB4 as a prognostic marker in non-muscle-invasive bladdercancer. Urol. Oncol., 2012; 30: 893-899
  Google Scholar
• 101. Zhang J., Yao Y.H., Li B.G., Yang Q., Zhang P.Y., Wang H.T.: Prognosticvalue of pretreatment serum lactate dehydrogenase level inpatients with solid tumors: A systematic review and meta-analysis.Sci. Rep., 2015; 5: 9800
  Google Scholar
• 102. Zhong H., De Marzo A.M., Laughner E., Lim M., Hilton D.A., ZagzagD., Buechler P., Isaacs W.B., Semenza G.L., Simons J.W.: Overexpressionof hypoxia-inducible factor 1α in common human cancersand their metastases. Cancer Res., 1999; 59: 5830-5835
  Google Scholar
• 103. Zu X.L., Guppy M.: Cancer metabolism: Facts, fantasy, and fiction.Biochem. Biophys. Res. Commun., 2004; 313: 459-465
  Google Scholar

Pełna treść artykułu