Znaczenie fukozylowanych glikokoniugatów mleka ludzkiego w żywieniu noworodków i niemowląt
Jolanta Lis-Kuberka 1 , Magdalena Orczyk-Pawiłowicz 1Abstrakt
Mleko ludzkie jest niezwykle złożoną wydzieliną bogatą w biologicznie aktywne glikokoniugaty, do których zalicza się wolne oligosacharydy, glikoproteiny, glikolipidy oraz glikozoaminoglikany. Obecne w mleku ludzkim α1-2-fukozylowane glikokoniugaty są składową wrodzonego układu odpornościowego i stanowią dodatkową linię obrony dla niemowląt. Udział fukozylowanych glikotopów w hamowaniu infekcji wywoływanych przez niektóre bakterie i/lub wirusy polega na blokowaniu receptorów lektynowych patogenu. Obecne w mleku wolne fukozylowane glikokoniugaty są rozpoznawane i wiązane przez receptory lektynowe bakterii i/lub wirusów, co uniemożliwia adhezję patogenu do komórek nabłonkowych gospodarza i rozwój infekcji. Skuteczność fukozylowanych glikokoniugatów mleka ludzkiego w hamowaniu adhezji patogenów została potwierdzona m.in. dla Escherichia coli, Campylobacter jejuni, Salmonella enterica, rotawirusów, HIV, norowirusów. W hamowaniu adhezji patogenów do komórek nabłonkowych ważną rolę odgrywa status wydzielacza/niewydzielacza. Jest to szczególnie istotne u kobiet karmiących o statusie niewydzielacza, których mleko nie zawiera α1-2-fukozylowanych glikokoniugatów i ma potencjalnie mniejsze właściwości przeciwmikrobiologiczne. Fukozylowane glikokoniugaty mleka ludzkiego są także jednym ze źródeł energii dla bakterii tworzących fizjologiczną florę bakteryjną (Bifidobacterium), a także korzystnie wpływają na perystaltykę jelit oraz pośrednio stymulują centralny system nerwowy niemowląt. Ponadto w porównaniu z mlekiem ludzkim, w mleku krowim, zawartość fukozylowanych glikokoniugatów jest bardzo mała i nie zapewnia właściwej ochrony. Jest to szczególnie istotne w żywieniu i powinno być uwzględnione podczas wprowadzania do żywienia niemowląt mieszanek produkowanych na bazie mleka krowiego. W pracy omówiono stan wiedzy na temat glikokoniugatów mleka ludzkiego, ze szczególnym uwzględnieniem α1-2-fukozylowanych wolnych oligosacharydów i glikoprotein oraz omówiono znaczenie fukozylowanych glikokoniugatów mleka ludzkiego w żywieniu noworodków i niemowląt.
Wprowadzenie
Według wytycznych Komitetu ds. Żywienia Europejskiego Towarzystwa Gastroenterologii Hepatologii i Żywienia Dzieci (ESPGHAN) mleko matki jest dla dziecka najlepszym pokarmem, którego nie można zastąpić sztucznymi mieszankami mlecznymi na bazie mleka krowiego [38]. Rekomendacja mleka ludzkiego jako najlepszego sposobu żywienia noworodków i niemowląt jest związana z unikalnym składem, które oprócz składników odżywczych (białek, tłuszczów, cukrów i elementów nieorganicznych) zawiera także wiele związków bioaktywnych: hormony, enzymy, cytokiny, witaminy i czynniki wzrostu. Mleko ludzkie zawiera białka (m.in. immunoglobuliny, lizozym, laktoferynę) oraz komórki (m.in. makrofagi, limfocyty, neutrofile), które wspierają niedojrzały system immunologiczny noworodka i chronią go przed infekcjami spowodowanymi przez niektóre wirusy i bakterie. Wyjątkowe właściwości mleka ludzkiego wiążą się także z obecnością znacznej ilości biologicznie aktywnych glikokoniugatów, do których zalicza się: wolne oligosacharydy, glikoproteiny (m.in. wydzielniczą IgA i laktoferynę), glikolipidy oraz glikozaminoglikany [1,10,33,53,62]. Bioaktywne składniki mleka ludzkiego są szczególnie cenne dla dzieci urodzonych przedwcześnie oraz dla dzieci z małą masą urodzeniową, dla których mleko matki jest nie tylko pokarmem, ale również lekiem, który wpływa na działanie układu pokarmowego i nerwowego, a także ogranicza ryzyko wystąpienia martwiczego zapalenia jelit (NEC) oraz retinopatii wcześniaków [33,94]. Z tego powodu mleko kobiece w oddziałach intensywnej terapii i patologii noworodka jest traktowane jako „złoty pokarm”, który jest nieodłącznym elementem opieki postnatalnej [35,119].
Glikokoniugaty mleka ludzkiego
Glikozylacja jest jednym z najpowszechniejszych i najbardziej zróżnicowanych sposobów potranslacyjnej modyfikacji białek, warunkującym ich aktywność i określone funkcje biologiczne. W mleku ludzkim glikoproteiny stanowią ponad 70% wszystkich białek i są odpowiedzialne za właściwości biomodulacyjne oraz jakość odżywczą mleka. Oprócz glikoprotein, w mleku ludzkim są obecne jeszcze inne glikokoniugaty: wolne oligosacharydy (HMOs – human milk oligosaccharides), glikolipidy oraz glikozaminoglikany (GAGs) [22,43,44,63,79,91]. HMOs zawierają w swojej strukturze: Glc, Gal, GlcNAc, natomiast w skład glikanów glikoprotein wchodzą: Gal, GalNAc, GlcNAc i Man. Ponadto do wolnych łańcuchów cukrowych HMOs oraz do Ni O-glikanów glikoprotein mogą być dołączone w pozycji końcowej fukoza (Fuc) i/lub kwas sjalowy (Neu5Ac). Przyłączenie fukozy i kwasu sjalowego, podobnie jak innych monosacharydów tworzących łańcuch cukrowy jest kontrolowane enzymatycznie przez odpowiednie glikozylotransferazy [82,109]. Współdziałanie glikozylotransferaz warunkuje powstawanie niezwykle zróżnicowanej grupy glikokoniugatów.
Synteza fukozylowanych glikanów a status wydzielacza
Glikokoniugaty zawierające L-fukozę są szczególnie istotne dla procesów fizjologicznych (reakcje biologicznego rozpoznania i interakcje typu komórka-komórka) i patologicznych (bakteryjne i wirusowe zakażenia, przerzutowanie nowotworów, niektóre choroby o pod- łożu genetycznym, np. niedobory odporności związane z wadliwą glikozylacją czy mukowiscydoza) [9,56,106,109]. W ludzkim genomie zidentyfikowano geny FUT1-13 kodujące 13 fukozylotransferaz (FucTs). Enzymy te katalizują przeniesienie L-fukozy z guanozynodwufosforanu L-fukozy (GDP-Fuc) na akceptor, którym może być syntetyzowany HMO lub łańcuch cukrowy glikoprotein [82,109]. Ekspresja fukozylotransferaz zależy od rodzaju tkanki, etapu rozwoju oraz statusu fizjologicznego komórek (w przypadku gruczołu sutkowego – od okresu laktacji) [8,82,106]. Z tego powodu glikany białek wytwarzanych przez komórki nabłonkowe gruczołu sutkowego mogą się strukturalnie różnić od analogicznych cząsteczek syntetyzowanych w wątrobie lub wytwarzanych przez neutrofile (np. laktoferyna) i obecnych w osoczu.
Geny FUT1 i FUT2 kodują odpowiednio FucT I i FucT II, a oba są α1-2-fukozylotransferazą, która odpowiada za przyłączenie L-fukozy wiązaniem α1-2 glikozydowym do galaktozy glikanów: FucT I do Galβ1-3GlcNAc i FucT II do Galβ1-4GlcNAc. Fukozylotransferazy I i II są odpowiedzialne za syntezę antygenu grupowego krwi H. Do antygenu H, z udziałem transferazy A lub B, mogą być przyłączone wiązaniem α1-3 glikozydowym GalNAc lub Gal, co prowadzi do powstania odpowiednio antygenu A lub B. Obecność α1-2-fukozylowanego glikotopu na glikokoniugatach tkanek oraz wydzielin ustrojowych (ślina, mleko, nasienie itp.) stała się podstawą do podziału populacji ludzi na 2 grupy: wydzielaczy – Se+ (secretor) oraz niewydzielaczy – Se- (nonsecretor) [17,108,109].
Geny FUT3-7 oraz FUT9, a także prawdopodobnie FUT10 i FUT11 kodują α1-3- fukozylotransferazę, a geny FUT3 i FUT5 kodują dodatkowo α1-4-fukozylotransferazę. Fukozylotransferazy: III, IV, V, VI, VII oraz IX są odpowiedzialne za ostatni etap syntezy tzw. antygenów grupowych krwi układu Lewis (Lex , Ley , Lea , Leb , sLex , sLea ) (ryc. 1) [108,109]. W wyniku działania α1-2- oraz α1-3/4-fukozylotransferaz, powstaje glikotop Leb (Se+ /Le+ ), który występuje u ~70% populacji europejskiej. Mutacje genów FUT2 i FUT3 są odpowiedzialne za brak syntezy glikotopów zawierających fukozy przyłączone wiązaniem glikozydowym α1-2 oraz α1-3/4, a osoby o takim fenotypie (Se- /Le- ) stanowią jedynie ~1% populacji europejskiej [113]. Możliwe jest również występowanie glikanów zawierających tylko glikotop α1-2-Fuc (Se+ /Le- ) lub α1-3/4-Fuc (Se- /Le+ ) (ryc. 2). Osoby o takich fenotypach stanowią odpowiednio ~9% i ~20% populacji europejskiej [32,108].
Gen FUT8 koduje α1-6-fukozylotransferazę, enzym odpowiedzialny za przyłączenie tzw. fukozy rdzeniowej do GlcNAc N-glikanów glikoprotein. Rdzeniowa fukozylacja N-glikanów jest charakterystyczna dla glikoprotein wytwarzanych przez komórki wątroby i jest szczególnie ważna dla prawidłowej struktury przestrzennej białka, a także jego funkcji biologicznych [109]. Geny FUT12 oraz FUT13 kodują O-fukozylotransferazy (PO-FucT-I oraz PO-FucT-II) kontrolujące przyłączenie Fuc bezpośrednio do Ser/Thr łańcucha polipeptydowego czynnika wzrostu naskórka (EGF) oraz trombospondyny (THBS) [9,82,109].
W mleku ludzkim zidentyfikowano do tej pory obecność wielu fukozylowanych oligosacharydów oraz glikoprotein i choć znane są przykłady fukozylowanych glikolipidów, to brak danych dotyczących ich obecności w mleku [43]. Przykłady struktur HMOs oraz glikanów glikoprotein z fukozylowanymi glikotopami przedstawiono w tabeli 1. W HMOs jest możliwe przyłączenie fukozy wiązaniem α1-2 do galaktozy i/lub α1-3/4 do N-acetyloglukozoaminy. Natomiast w łańcuchu cukrowym glikoprotein fukoza może być przyłączona wiązaniem α1-2-, α1-3/4- oraz α1-6 [95,109].
Wolne oligosacharydy mleka, oprócz laktozy i kwasów tłuszczowych, są najliczniejszą grupą związków w mleku ludzkim [16,17]. Cząsteczki te nie są lub są w niewielkim stopniu hydrolizowane przez enzymy śliny, rąbka szczoteczkowego jelita cienkiego, a także soku trzustkowego wydzielanego do dwunastnicy [37,45]. Z nielicznych doniesień wynika jednak, że glikokoniugaty mleka ludzkiego, w tym HMOs, mogą być w niewielkim stopniu hydrolizowane przez glikozydazy (α-L-fukozydazy i neuraminidazy) wydzielane do mleka przez komórki nabłonkowe gruczołu sutkowego [117]. Docierające do jelit dziecka, niezhydrolizowane i/lub częściowo zhydrolizowane HMOs mogą być absorbowane, dzięki czemu jest możliwe ich przedostawanie się do krwiobiegu, gdzie mogą działać jako cząsteczki immunomodulujące, wpływając m.in. na przyłączanie neutrofilów do komórek śródbłonka [46,110]. Większość HMOs dociera jednak w nienaruszonej postaci do jelita grubego, gdzie działa jako prebiotyk, stymulując wzrost korzystnych dla noworodków i niemowląt mikroorganizmów, takich jak Bifidobacterium. Inną, niezwykle ważną właściwością HMOs jest możliwość hamowania infekcji wywołanych przez niektóre patogeny. Wiąże się to z występowaniem homologii między glikanami na powierzchni komórek nabłonkowych gospodarza, a strukturami cukrowymi oligosacharydów. HMOs hamowały adhezję patogenów do komórek nabłonkowych gospodarza m.in. w żołądku, jelicie cienkim, okrężnicy, a także gardzieli i układzie moczowym [16,17,37,110].
Dotąd scharakteryzowano ponad 200 różnych struktur oligosacharydów mleka ludzkiego (zbudowanych z 3-22 cukrów prostych) [43,120,121], których stężenie w mleku matki zmienia się w zależności od tygodnia zakończenia ciąży oraz okresu laktacji [6,23,32]. Synteza HMOs zachodzi w aparacie Golgiego komórek pęcherzykowatych gruczołu sutkowego matki i rozpoczyna się od enzymatycznego przyłączenia do końca redukującego laktozy (Galβ1-4Glc) kolejnych monosacharydów (GlcNAc, Gal, Fuc, Neu5Ac) [15,16,17]. W zależności od obecności kwasu sjalowego, HMOs dzieli się na oligosacharydy kwaśne (z ładunkiem pochodzącym od kwasu sjalowego) i oligosacharydy obojętne. Najprostszymi fukozylowanymi trójsacharydami powstałymi w wyniku przyłączenia do końca redukującego laktozy są 2’- fukozylolaktoza (2’-FL) oraz 3-fukozylolaktoza (3-FL). W wyniku dołączenia fukozy do lakto-N-tetrasacharydu (LNT) mogą powstawać m.in.: lakto-N-fukopentasacharyd I, II, III, V (LNFP I, II, III, V) oraz lakto-N-dwufukoheksasacharyd I (LNDFH I) (ryc. 3) [15,16,17].
Według Coppa i wsp. najwyższe stężenie HMOs występuje w siarze i wynosi 20-23 g/L, a następnie spada i w mleku dojrzałym wynosi 12-14 g/L [23]. Istotny wpływ na ilość HMOs w mleku ludzkim ma status wydzielacza, determinowany obecnością genu FUT2 kodującego enzym α1-2- fukozylotransferazę, odpowiedzialny za przyłączenie fukozy wiązaniem α1-2-glikozydowym do galaktozy. Zawartość HMOs w mleku matek-wydzielaczy (Se+ ) jest większa w porównaniu z mlekiem matek-niewydzielaczy (Se- ), co jest spowodowane obecnością α1-2-fukozylowanych oligosacharydów u tych pierwszych [108]. W badaniach Totten i wsp. obserwowano istotne statystycznie różnice między procentową zawartością fukozylowanych HMOs w mleku matek-wydzielaczy oraz niewydzielaczy (odpowiednio 50,5±6,85% i 34,7±8,99%) [108]. Natomiast zawartość sjalowanych oraz obojętnych niefukozylowanych oligosacharydów była podobna w obu analizowanych grupach [108]. Oprócz ilościowych zmian w stężeniu HMOs wykazano, że stosunek stężenia α1-2 fukozylowanych HMOs do α1-3/4 fukozylowanych HMOs w mleku matki zmienia się z 5:1 do 1:1 w ciągu pierwszego roku laktacji [20].
Na stężenie HMOs w mleku ludzkim wpływa także tydzień zakończenia ciąży. Według De Leoz i wsp. [32] w mleku kobiet, które urodziły przedwcześnie występują ilościowe i jakościowe zmiany wolnych oligosacharydów mleka. Największe różnice między mlekiem matek, które urodziły przedwcześnie w porównaniu z mlekiem matek, które urodziły w terminie, obserwuje się w pierwszym tygodniu laktacji, tj. w siarze. Całkowite stężenie HMOs w mleku kobiet, które urodziły przedwcześnie jest większe, aczkolwiek procentowa zawartość fukozylowanych HMOs jest niższa (52,8%) w porównaniu z HMOs mleka matek, które urodziły w terminie (63,5%) [32]. Różnice te wynikają z niedojrzałości gruczołu sutkowego [32].
Fukozylowane wolne oligosacharydy mleka ludzkiego
Fukozylowane glikoproteiny mleka ludzkiego
Glikoproteiny mleka to niezwykle duża i różnorodna grupa, która jest zaangażowana w liczne procesy biologiczne, co wiąże się m.in. z obecnością N- i O-glikanów, dołączonych do rdzenia białkowego. Łańcuch cukrowy przyłączony wiązaniem kowalencyjnym do białek wpływa na właściwości fizykochemiczne tych cząsteczek m.in. rozpuszczalność, lepkość, ładunek wypadkowy, strukturę przestrzenną, większą odporność na proteolizę w przewodzie pokarmowym, a przede wszystkim na ich biologiczną aktywność [29,44,117]. Mimo że osoby dorosłe oraz niemowlęta syntetyzują wiele enzymów degradujących dwusacharydy oraz skrobię, to hydroliza części cukrowej glikoprotein, podobnie jak HMOs, jest nieznaczna lub w ogóle nie występuje. Jest to związane z brakiem w sokach trawiennych (ślina, sok żołądkowy, sok trzustkowy) enzymów hydrolizujących wiązania glikozydowe w łańcuchach cukrowych glikoprotein [29]. Brak tych enzymów trawiących złożone struktury cukrowe umożliwia aktywność biologiczną łańcuchów oligosacharydowych, m.in. kompetycyjne hamowanie wiązania patogenów do komórek nabłonkowych czy stymulację rozwoju właściwej flory bakteryjnej [8,17,29,42,44,63,91].
Glikoproteiny obecne w mleku ludzkim można podzielić, podobnie jak białka mleka, na związane z frakcją tłuszczową (MFGM – milk fat globule membrane) oraz obecne w mleku odtłuszczonym [19,44,60,62,91]. Do glikoprotein obecnych we frakcji tłuszczowej zalicza się m.in. laktadherynę, butyrofilinę, laktoperoksydazę oraz mucyny. Glikoproteiny frakcji odtłuszczonej dzieli się na glikoproteiny kazeinowe, do których należy jedynie kazeina κ oraz glikoproteiny z grupy białek serwatkowych, do których należą m.in.: laktoferyna (LF), wydzielnicza IgA (S-IgA) i lipaza stymulowana solami żółciowymi (BSSL) (ryc. 4) [3,4,5,19,40,44,58,73,77,91].
Białka mleka ludzkiego zostały dość dobrze scharakteryzowane (tab. 2), natomiast danych dotyczących ich glikozylacji, w tym korelacji z kolejnymi etapami laktacji, jest nadal niewiele. Opisano dopiero glikozylację kilku białek frakcji tłuszczowej mleka: klusteryny, prekursora receptora polimerycznych Ig (pIgR – polymeric immunoglobulin receptor precursor), laktadheryny [19], mucyn [86], a także glikoprotein frakcji odtłuszczonej: laktoferyny [8,40], S-IgA [95], BSSL [40,58], α1-kwaśnej glikoproteiny (AGP) [83], fibronektyny [84] oraz kazeiny κ [40].
Laktoferyna
Laktoferyna jest glikoproteiną o masie cząsteczkowej 80 kDa, a jej najczęściej występujący glikowariant (~85%) zawiera dwa N-glikany typu złożonego przyłączone do Asn-138 i Asn-479, stanowiące około 6,5% masy cząsteczki [40,85,111,125]. Ponadto laktoferyna może występować w dwóch innych glikowariantach, z obsadzonym jednym miejscem: Asn-479 (~5%) lub trzema miejscami N-glikozylacji: Asn-138, Asn-479 i Asn-624 (~9%) [111]. Glikozylacja LF mleka ludzkiego zmienia się w dwóch pierwszych tygodniach laktacji, co wynika ze zmian w ekspresji genów dwóch grup enzymów uczestniczą- cych w procesie N-glikozylacji: kompleksu enzymów oligosacharydotransferaz (OSTs) katalizujących transfer łańcucha cukrowego na białko i fukozylotransferaz (FUT1-11). Szczegółowa analiza N-glikanów LF wykazała, że procentowa zawartość glikanów fukozylowanych (zwłaszcza dwufukozylowanych) była większa w następnych etapach laktacji i korelowała ze wzrostem ekspresji genów FUT2, FUT3, FUT6 oraz FUT11 [8]. Wykazano też występowanie dużych różnic osobniczych między badanymi próbkami [8,40]. Analiza stopnia fukozylacji LF obecnej w mleku matek z cukrzycą ciążową wykazała istotny wzrost zawartości fukozylowanych N-glikanów LF w porównaniu z LF w mleku matek zdrowych [105].
Wydzielnicza immunoglobulina A
Wydzielnicza immunoglobulina A, ze względu na dominację w układzie odpornościowym błon śluzowych, jest uważana za pierwszą linię obrony organizmu przed szkodliwymi czynnikami środowiska zewnętrznego [95]. Wśród wydzielniczych IgA wyróżnia się 2 podklasy: S-IgA1 i S-IgA2, które stanowią odpowiednio 39 i 61% S-IgA w ludzkiej siarze [95]. Obie podklasy zawierają bogato N-glikozylowany fragment sekrecyjny (7 miejsc glikozylacji), ale jedynie S-IgA1 ma 3-5 O-glikanów przy- łączonych do łańcucha ciężkiego H immunoglobuliny. Analiza N-glikanów S-IgA wykazała, że ponad 70% z nich zawiera kwas sjalowy, a 65% – rdzeniową fukozę [95]. Stopień glikozylacji łańcucha ciężkiego S-IgA1 fizjologicznego mleka ludzkiego jest względnie stały w dwóch pierwszych tygodniach laktacji, ale obniża się w mleku dojrzałym [40]. Analiza stopnia fukozylacji S-IgA obecnej w mleku matek z cukrzycą ciążową wykazała istotny spadek zawartości fukozylowanych N-glikanów S-IgA w porównaniu z mlekiem matek zdrowych [105].
Zarówno O-glikany łańcucha ciężkiego (H) oraz N-glikany fragmentu wydzielniczego (SC) S-IgA zawierają fukozylowane (Fuc(α1-3/4)GlcNAc, Fuc(α1-2)Gal) i/lub sjalowane (Neu5Ac(α2-3/6)GlcNAc) glikotopy, które tworzą dodatkowe miejsca wiązania bakterii i są jednym z elementów odporności wrodzonej. Według Royle obecność na cząsteczce S-IgA N- i O-glikanów, oprócz czterech miejsc wiążących antygeny (Fab), jest łącznikiem między odpornością wrodzoną a nabytą [95]. Ponadto duża zawartość glikanów przyłączonych do S-IgA sprawia, że cząsteczki te nie są w całości trawione w przewodzie pokarmowym dziecka, a docierając do jelit zapobiegają powstawaniu reakcji prozapalnych, a także przyczyniają się do zachowania ciągłości bariery nabłonka jelitowego m.in. przez aglutynację bakterii oraz tworzenie z probiotycznymi mikroorganizmami ochronnego biofilmu [95].
Lipaza stymulowana solami żółciowymi
Lipaza stymulowana solami żółciowymi (BSSL) jest glikoproteiną o masie 120-140 kDa, w której glikany stanowią około 20% masy cząsteczki, a ich zawartość oraz struktura zależy od okresu laktacji i fenotypu grupy krwi matki [58,63]. BSSL ma kilka miejsc O- i jedno miejsce N-glikozylacji [91,115]. Według Wang i wsp. O-glikany BSSL zawierają fukozę, galaktozę, glukozaminę, galaktozaminę i kwas sjalowy, w proporcjach odpowiednio: 1:3:2:1:0,3 [115]. Landberg i wsp. wykazali wzrost ekspresji glikotopów Lewisx i zawartości fukozylowanych glikotopów oraz spadek sjalizacji BSSL w następnych okresach laktacji [58].
Mucyny
Najobficiej występującymi glikoproteinami związanymi z frakcją tłuszczową mleka są mucyny (MUC). Są bogato N- i O-glikozylowane i w zależności od liczby przyłączonych łańcuchów cukrowych osiągają masę cząsteczkową 200-2000 kDa [86,118]. Duża zawartość cukrów sprawia, że mucyny nie są trawione w przewodzie pokarmowym noworodków i nie pełnią prawdopodobnie funkcji odżywczych, tylko ochronne [64,87,88,91]. Deglikozylacja z użyciem PNG-azy F (glycopeptidase F) MUC1 mleka ludzkiego, a następnie analiza spektralna (MALDI-MS) uwolnionych glikanów wykazała, że najliczniej występującymi N-glikanami MUC1 związanej z błoną były złożone dwu- i trójantenowe N-glikany z 0 do 3 resztami fukozy (Neu5Ac0-1Fuc0-3Hex4-7HexNAc3-6) [86]. W N-glikanach MUC1 obecnej w mleku w postaci wolnej, dominowały struktury wysokomannozowe, natomiast sjalowane i fukozylowane dwuantenowe glikany typu złożonego (Neu5Ac1-2Fuc0-2Hex5 HexNAc4 ) stanowiły niewielki procent [86].
Przeprowadzona przez Wilson i wsp. analiza LC-ESI -MS/MS O-glikanów frakcji tłuszczowej mleka ludzkiego i krowiego potwierdziła obecność w mleku ludzkim glikanów zbudowanych na bazie rdzenia typu 2 (Galβ1- 3(GalNAcβ1-6)GalNAc), podczas gdy w mleku krowim dominowały glikany z rdzeniem typu 1 (Galβ1-3GalNAc) [118]. Wspomniani autorzy wykazali ponadto znaczne różnice strukturalne między N-glikanami frakcji tłuszczowej mleka ludzkiego (hMFGM) i krowiego (bMFGM).
Różnice wynikają z odmiennych enzymów zaangażowanych w ich syntezę, spośród których istotną rolę odgrywają m.in. enzymy kodowane przez geny FUT2 i FUT3, warunkujące obecność antygenów Lewisa i Lewisb, które mogą być ligandem dla niektórych patogenów [50,64,98,118]. Obecność glikotopów typu Lewis, m.in. na MUC1, sprawia, że cząsteczki te są zaangażowane we wrodzoną ochronę noworodków i niemowląt przed infekcjami wywołanymi przez niektóre mikroorganizmy: E. coli, Salmonella, HIV oraz rotawirusy [64,98].
Znaczenie fukozylowanych glikokoniugatów mleka ludzkiego
Fukozylowane glikokoniugaty mleka jako prebiotyki
Kolonizacja organizmu dziecka przez drobnoustroje występuje w warunkach fizjologicznych już podczas życia płodowego. Obecność bakterii z matczynego przewodu pokarmowego i układu moczowo-płciowego (Enterococcus sp. i Lactobacillus sp.) stwierdzono w płynie owodniowym, łożysku, błonach płodowych i smółce [107]. Dalsza kolonizacja przewodu pokarmowego noworodka przez mikroorganizmy odbywa się podczas porodu i trwa intensywnie w pierwszych dniach życia dziecka osiągając w pierwszym tygodniu 109 komórek/ ml treści jelitowej [18,49]. W następnych miesiącach życia dochodzi do wielu zmian w składzie flory bakteryjnej i dopiero dzieci w wieku 1-4 lat mają względnie ustaloną florę bakteryjną wykazującą podobieństwo do mikrobiomu osób dorosłych, który zawiera około 1014 różnego rodzaju komórek bakteryjnych [49]. Na skład pierwotnej flory bakteryjnej wpływa wiele czynników, spośród których istotną rolę odgrywają: wiek płodowy dziecka, rodzaj porodu i dieta noworodka (tab. 3) [12,13,14,21,41,43,49,89].
We wczesnym okresie życia postnatalnego, obecność mikroorganizmów tworzących fizjologiczną florę bakteryjną jest istotna dla prawidłowego rozwoju i funkcjonowania nie tylko tkanki limfatycznej związanej z błonami śluzowymi (MALT oraz GALT), ale także całego układu odpornościowego człowieka (zwłaszcza odpowiedzi swoistej) [18,49,67]. Ponadto fizjologiczna flora jelitowa jest odpowiedzialna za syntezę niektórych witamin (B1 , B2 , B12, K), kwasu foliowego oraz krótko łańcuchowych kwasów tłuszczowych, tj. kwasu octowego, propionowego i masłowego, będących głównym źródłem energii enterocytów [18,27]. Pierwszymi mikroorganizmami, z jakim ma kontakt noworodek są bytujące w drogach rodnych matki beztlenowe pałeczki z rodziny Enterobacteriaceae (przede wszystkim E. coli), a także ziarniaki z rodzajów Enterococcus i Streptococcus, które przedostają się do układu pokarmowego noworodka w czasie porodu siłami natury. W następnych dniach po porodzie, flora bakteryjna niemowląt wzbogaca się o kolejne drobnoustroje m.in. bakterie z rodzajów Lactobacillus i Bifidobacterium. W zależności jednak od rodzaju stosowanej u noworodków i niemowląt diety, skład flory bakteryjnej dzieci może się zmieniać. Według Bezirtzoglou u dzieci karmionych mlekiem matki stosunek bakterii beztlenowych do tlenowych wynosi 10:1, podczas gdy u dzieci karmionych sztucznymi mieszankami mlecznymi wartość ta sięga aż 1000:1 [12]. Przeprowadzona przez Harmsen i wsp. analiza flory bakteryjnej noworodków żywionych mlekiem matki wykazała obecność w przewodzie pokarmowym przede wszystkim Bifidobacterium (około 75% wszystkich bakterii) z niewielką liczbą bakterii Lactobacillus i Streptococcus [51]. Mikroflora dzieci karmionych sztuczną mieszanką mleczną zdominowana była przez bakterie z rodzajów Bacteroides i Bifidobacterium oraz niewielkie populacje Clostridium, Staphylococcus i E. coli [51]. Występowanie mikroflory z przewagą Bifidobacterium u dzieci karmionych naturalnie wiąże się ze składem mleka kobiecego, które w porównaniu z mlekiem krowim charakteryzuje się słabszymi właściwościami buforującymi (mniejsze stężenie białka całkowitego) oraz dużą zawartością (50-80%) fukozylowanych oligosacharydów [12,14,17].
W pierwszym roku życia dziecka licznie występujące w przewodzie pokarmowym bifidobakterie, dzięki zaangażowaniu odpowiednich mechanizmów molekularnych (przede wszystkim ekspresji odpowiednich glikozydaz) mogą metabolizować zawarte w mleku ludzkim glikokoniugaty (tab. 4) [43,124]. Głównymi szczepami bakteryjnymi rozkładającymi dominujące w mleku fukozylowane oligosacharydy, tj. 2’-FL oraz 3-FL są: Bifidobacterium longum subsp. infantis, Bifidobacterium longum subsp. longum, Bacteroides vulgatus, Bacteroides fragilis, Bacteroides thetaiotaomicron [124]. Hydroliza (konsumpcja) fukozylowanych oligosacharydów mleka ludzkiego przez wymienione bakterie przekracza 40%. Nieco słabiej degradowały 2’-FL i 3-FL bakterie Lactobacillus delbrueckii subsp. lactis. Pałeczki z rodzaju Lactobacillus fermentują kwas mlekowy i choć są mniej liczne w przewodzie pokarmowym dzieci karmionych mlekiem matki, to wg Savino i wsp. [100,101] odgrywają istotną rolę w zapobieganiu kolkom. Ponadto wykazano, że niektóre szczepy bakterii Lactobacillus mają wpływ na jelitowy układ nerwowy i perystaltykę jelit [114,115]. Według Bienenstock i wsp. fukozylowane oligosacharydy, w tym przede wszystkim 2’-FL i 3-FL, a także L-fukoza mogą być użyteczne w profilaktyce i terapii zaburzeń perystaltyki jelit oraz korzystnie wpływającymi na centralny układ nerwowy dzieci [14].
Fukozylowane glikany a adhezja patogenów do komórek nabłonkowych gospodarza
W większości chorób o podłożu bakteryjnym i/lub wirusowym głównym etapem są reakcje biologicznego rozpoznania, a następnie adhezja patogenów do komórek gospodarza [103]. W procesie tym ważną rolę odgrywają struktury powierzchniowe drobnoustrojów, takie jak adhezyny i/lub lektyny, które oddziałując z określonymi strukturami cukrowymi (glikotopami) na powierzchni tkanek gospodarza, umożliwiają ich kolonizację [17,24,103]. Proces przylegania patogenów do komórek gospodarza może być jednak ograniczony dzięki obecności w mleku biologicznie aktywnych cząsteczek, w tym także glikokoniugatów. Wykazano, że ryzyko wystąpienia u niemowląt karmionych mlekiem matki infekcji, biegunek, ostrego zapalenia żołądka i jelit oraz innych chorób o podłożu bakteryjnym i/lub wirusowym jest mniejsze w porównaniu z niemowlętami karmionymi sztucznymi mieszankami mlecznymi [17,43,79]. Udział glikokoniugatów mleka w hamowaniu infekcji wiąże się z występowaniem w tych cząsteczkach analogicznych glikotopów jak w glikoproteinach i glikolipidach na błonach komórkowych. Dzięki temu glikokoniugaty mleka ludzkiego mogą działać jak „wabiki” dla patogenów, blokując ich adhezję i wiązanie się do powierzchni komórek nabłonkowych (ryc. 5) [8,9,17,24,79,80,91,98].
Wykazano, że rozpuszczalne glikokoniugaty zawarte w mleku „opłukującym” komórki nabłonkowe gardzieli, przełyku, żołądka oraz jelit noworodka mogą być rozpoznawane i wiązane przez lektynowe receptory bakteryjne, a także przez receptory lektynowe na powierzchni komórek gospodarza. W obu przypadkach dochodzi do zablokowania lektynowych receptorów przez glikokoniugaty mleka, uniemożliwiając kolonizację komórek gospodarza przez patogeny (ryc. 5) [35,77,78,79,80,98]. Ten „dwukierunkowy” udział glikokoniugatów mleka ludzkiego w hamowaniu adhezji patogenów został potwierdzony m.in. dla mucyny 1 oraz 4, kazeiny κ, laktoalbuminy α oraz laktoferyny [57]. Analogicznie do interakcji glikokoniugatów mleka ludzkiego z komórkami bakteryjnymi, jest możliwe blokowanie adhezji do komórki gospodarza równie groźnych (lub nawet groźniejszych) niż same drobnoustroje, toksyn bakteryjnych. Dotąd potwierdzono udział fukozylowanych glikokoniugatów mleka ludzkiego w hamowaniu wiązania ciepłostabilnej toksyny E. coli do receptorów cyklazy guanylowej C (tab. 5) [34,69,79,80,97].
Wykazano, że 4-14% HMOs może być absorbowane w jelicie cienkim noworodka (transport w poprzek nabłonka jelitowego w wyniku transcytozy z udziałem receptorów, jak również międzykomórkowo) i pozostawać w krwiobiegu przez kilka godzin [36]. Na podstawie badań in vitro sugeruje się, że obecne we krwi noworodka HMOs mogą bezpośrednio modulować działanie systemu immunologicznego na poziomie wewnątrzkomórkowym, a ostatecznie eliminowane z organizmu z moczem mogą zapobiegać adhezji patogenów do komórek układu moczowego [36,46,69]. Fukozylowane glikokoniugaty, w tym HMOs oraz glikoproteiny mleka ludzkiego, pełnią więc istotną rolę w ochronie niemowląt przed infekcjami m.in. układu moczowego, oddechowego i pokarmowego [8,9,17,24,36,46,63,69,77,78,79,80,91,98]. Ze względu na większe całkowite stężenie HMOs w mleku matek o statusie wydzielacza w porównaniu z mlekiem matek-niewydzielaczy, a także możliwość rozpoznawania przez niektóre patogeny fukozylowanych struktur cukrowych, uważa się, że fukozylowane glikokoniugaty, a zwłaszcza zawierające α1-2-fukozylowany glikotop, są istotnym czynnikiem ograniczającym adhezję patogenów do komórek nabłonkowych [9,17,56,72]. Udział fukozylowanych glikokoniugatów (w tym α1-2- fukozylowanych) mleka w hamowaniu adhezji bakterii i wirusów do komórek nabłonkowych gospodarza potwierdzono m.in. w badaniach: Ruvoën-Clouet i wsp. [98], Naardinga i wsp. [77,78], Newburga [79,80], Barboza i wsp. [8] oraz Weichert i wsp. [116].
Pierwsze informacje o udziale fukozylowanych glikanów w hamowaniu adhezji enteropatogennych bakterii E. coli (EPEC) oraz Helicobacter pylori do komórek nabłonkowych gospodarza przedstawili m.in. Cravioto i wsp. [26] oraz Falk i wsp. [39] (tab. 5). Lesman-Movshovich i wsp. wykazali, że lektyny PA-IL i PA-IIL wyizolowane z Pseudomonas aeruginosa (z powinowactwem do L-fukozy > D-arabinozy > D-mannozy) mogą oddziaływać w warunkach in vitro z glikoproteinami mleka ludzkiego, co może tłumaczyć rzadsze występowanie u niemowląt infekcji dróg oddechowych spowodowanych przez te patogeny [59]. W późniejszej pracy Perret i wsp. wykazali, że antygenami bezpośrednio zaangażowanymi w interakcje z PA-IIL są fukozylowane glikotopy Lewisa oraz 3-FL [90]. Ruiz-Palacios i wsp. wykazali in vivo hamujący wpływ fukozylowanych HMOs na adhezję bakterii Campylobacter jejuni do komórek jelita myszy BALB oraz ex vivo– do ludzkich komórek błony śluzowej jelita [97]. Bezpo- średnią strukturą cukrową zaangażowaną w interakcje z adhezynami/lektynami C. jejuni jest antygen grupowy krwi H(O) zawierający glikotopy Fuc(α1-2)Gal(β1-4)GlcNAc [97]. Według Pytrus i Iwańczak [93] oraz Ruiz-Palacios [97] C. jejuni są jedną z głównych przyczyn ostrych biegunek, powodujących dużą śmiertelność dzieci poniżej 5 lat. Hamowanie przylegania bakterii do błony śluzowej jelit (pierwszy etap adhezji) przez fukozylowane glikokoniugaty w mleku matki ma ogromne znaczenie dla zdrowia noworodków i niemowląt. Jak sugerują autorzy [97] fukozylowane HMOs mogą stanowić nową klasę czynników o właściwościach przeciwbakteryjnych.
W 2006 r. zespół pod kierunkiem Ruvoën-Clouet [98] wykazał, że mleko matek-wydzielaczy, w przeciwieństwie do mleka matek-niewydzielaczy, silnie hamuje adhezję do ludzkich tkanek bezotoczkowego wirusa Norwalk (norowirus) z rodziny Kaliciwirusów, odpowiedzialnego m.in. za wirusowe zapalenia żołądka i jelit u niemowląt. Jako cząsteczki bezpośrednio zaangażowane w blokowanie adhezji wirusa do komórek autorzy [98] w pierwszej kolejności wymieniają α1-2- fukozylowane glikany lipazy stymulowanej solami żółciowymi, a następnie O-glikany MUC1 oraz MUC4. Na istotną rolę fukozylowanych glikanów MUC1 w hamowaniu adhezji patogenów zwrócili uwagę również Saeland i wsp. [99] oraz Koning i wsp. [57]. Pierwsza grupa badaczy wykazała, że O-glikany MUC1 zawierające glikotopy Lewisx mogą oddziaływać z receptorami komórek dendrytycznych (DC-SIGN), dzięki czemu niemożliwe są ich interakcje z wirusem HIV. Z badań drugiej grupy wynika, że zawarte w mleku ludzkim MUC1 hamują interakcję bakterii Neisseria gonorrhoeae i H. pylori z DC-SIGN. Ponadto glikotop Lewisx w łańcuchach cukrowych lipazy stymulowanej solami żółciowymi również blokuje oddziaływania komórek dendrytycznych z wirusem HIV i zmniejsza ryzyko przeniesienia wirusa z matki na dziecko [77,78,99].
Barboza i wsp. w badaniach polegających na inkubacji 3 serowarów bakterii Salmonella enterica z N-glikanami laktoferyny mleka ludzkiego wykazali, że fukozylowane glikany są zaangażowane w proces hamowania przylegania bakterii Salmonella serowar Typhimurium oraz Heidelberg do komórek nabłonkowych linii komórkowej Caco-2 [8]. Możliwość hamowania bakterii Salmonella przez glikany LF ma szczególne znaczenie, ponieważ zakażenia spowodowane przez te drobnoustroje są szczególnie niebezpieczne dla noworodków [8]. Choroby wywołane przez S. enterica są inicjowane przez oddziaływanie komórek bakteryjnych z komórkami przewodu pokarmowego, szczególnie z tzw. komórkami M nabłonka pęcherzykowatego i kępek Peyera [30,49]. Ostatecznie, do inwazji komórek M dochodzi przez tzw. system wydzielniczy III bakterii, dzięki któremu do wnętrza komórek gospodarza przedostają się bakteryjne białka efektorowe, które rozpoczynają rearanżację cytoszkieletu aktynowego komórki. Zmiany umożliwiają następnie przedostawanie się pałeczek Salmonella do wnętrza komórek gospodarza, ich namnażanie i rozwój procesu zapalnego [30].
Liczne doniesienia o udziale fukozylowanych HMOs oraz glikoprotein mleka ludzkiego w hamowaniu adhezji patogenów do komórek nabłonkowych, a także obniżenie stosunkowo wysokiego kosztu produkcji oligosacharydów przyczyniły się do poszukiwania optymalnych metod syntezy niektórych HMOs [103]. Weichert i wsp. wykorzystując zmodyfikowane metodami bioinżynieryjnymi bakterie E. coli uzyskali dwie fukozylowane pochodne laktozy, tj. 2’-FL oraz 3-FL [116]. Zastosowanie 2’-FL w badaniach adhezji patogenów do ludzkich komórek linii Caco-2 i/lub A549 wykazało obniżenie wiązania bakterii C. jejuni, enteropatogennych E. coli, S. enterica serowar Fyris oraz P. aeruginosa odpowiednio o 26, 18, 12 oraz 17%. Użycie 3-FL hamowało adhezję enteropatogennych E. coli o 29%, a P. aeruginosa o 26%. Uzyskane przez przez Weichert i wsp. wyniki [116] są krokiem milowym, który dekadę temu pozostawał jedynie w sferze marzeń [103]. Wówczas, na podstawie przeprowadzonych badań klinicznych, Sharon i Ofek [103] prognozowali, że syntetyczne oligosacharydy dołączą w niedalekiej przyszłości do arsenału antyadhezyjnych leków wykorzystywanych do zapobiegania/leczenia chorób o podłożu bakteryjnym. W świetle najnowszych badań [116] można przypuszczać, że dodatek syntetycznych trójsacharydów do sztucznych mieszanek mlecznych zrewolucjonizuje produkcję preparatów mlekozastępczych przeznaczonych do karmienia noworodków i niemowląt.
Udział fukozylowanych glikanów w komunikacji między neuronami
Fukozylowane glikany glikokoniugatów mleka matki mogą być także źródłem wolnej fukozy, która razem ze szlakiem de novo powstawania fukozy zapewnia dostatecznie dużą pulę tego monosacharydu, wykorzystywanego następnie do wytwarzania nowych glikokoniugatów [9,82]. Mimo to, że zawartość fukozypochodzącej z „odzysku” w nowo powstających glikokoniugatach nie jest duża (szacuje się, że 90% fukozy transportowanej do aparatu Golgiego z cytosolu komórek pochodzi z wytwarzania de novo), przypuszcza się, że egzogenne źródła fukozy mogą odgrywać ważną rolę w rozwoju i funkcjonowaniu centralnego i jelitowego układu nerwowego (w tym m.in. przekazywaniu impulsów między neuronami) [9,11,14,52].
Jak wynika z badań Murrey i wsp. przeprowadzonych na glikokoniugatach w hipokampie szczurów, dzięki obecności w błonach synaptycznych glikokoniugatów z fukozą jest ułatwiona komunikacja między neuronami, co wspomaga efektywność procesu nauki i zapamiętywania [70,76,92]. Lorenzini i wsp. wykazali, że podawanie szczurom 2-deoksygalaktozy uniemożliwia przyłączenie fukozy do galaktozy wiązaniem α1-2- glikozydowym i prowadzi do zablokowania syntezy α1-2-fukozylowanego glikotopu [66]. Brak tego glikotopu był skorelowany z rozwojem amnezji.
Porównanie fukozylowanych glikokoniugatów mleka ludzkiego i krowiego
Przeprowadzone analizy biochemiczne mleka ludzkiego i krowiego jednoznacznie wskazują na znaczące różnice w ich składzie. Dojrzałe mleko ludzkie zawiera m.in. więcej cukrów (wolnych oligosacharydów i laktozy) oraz białek serwatkowych w porównaniu z dojrzałym mlekiem krowim [15,16,17,112]. Zaobserwowane różnice dotyczą jednak nie tylko ilości poszczególnych składników przypadających na 100 g mleka ludzkiego/krowiego, ale także obejmują różnice w składzie i strukturze wolnych oligosacharydów oraz glikoprotein [17,105,112]. Zawartość wolnych oligosacharydów w 100 ml dojrzałego mleka ludzkiego wynosi 500-1500 mg, a jedynie 5-10 mg w tej samej ilości mleka krowiego [2,6,17,112]. Według Bode 50-80% wolnych oligosacharydów mleka ludzkiego jest fukozylowanych (oligosacharydy obojętne), a sjalowane (oligosacharydy kwaśne) stanowią 10-20% [15]. W mleku krowim większość oligosacharydów jest sjalowana, a fukozylowane oligosacharydy stanowią jedynie ~1% [2,17]. Podobne różnice jak w HMOs, widoczne są również w N-glikanach glikoprotein mleka ludzkiego [28,81]. Analiza N-glikomu dojrzałego mleka ludzkiego wykazała obecność 52 struktur cukrowych, których 65% zawierało fukozę, 38% kwas sjalowy, a 25% kwas sjalowy jak i fukozę [28]. Podobne wyniki uzyskali Nwosu i wsp. [81]. Autorzy, z użyciem nano-LC MS, zidentyfikowali 38 oraz 51 struktur N-glikanów odpowiednio w mleku ludzkim i krowim, spośród których odpowiednio 75 i 31% było fukozylowanych.
Podsumowanie
Mleko ludzkie jest wyjątkową wydzieliną zawierającą wiele związków odżywczych, a także immunomodulujących potrzebnych do prawidłowego wzrostu i rozwoju noworodków i niemowląt. Bogactwo składników odżywczych mleka, a także temperatura wewnątrz gruczołu sutkowego, stwarzają jednak optymalne warunki do wzrostu niektórych mikroorganizmów. Z tego też względu wydaje się, że jednym z ewolucyjnych przystosowań jest wydzielanie do mleka peptydów i białek o właściwościach przeciwbakteryjnych i/lub przeciwwirusowych [5,47,48]. Glikokoniugaty w mleku ludzkim pełnią również ważną rolę w ochronie noworodków. Fukozylowane glikotopy glikoprotein mleka oraz HMOs są podobne do glikotopów na glikokoniugatach komórek nabłonkowych gospodarza i mogą pełnić funkcję „wabików” dla bakterii i wirusów blokując w ten sposób ich adhezję do nabłonka.
W procesach hamowania adhezji patogenów do komórek nabłonkowych ważną rolę odgrywa status wydzielacza/niewydzielacza. Status ten jest szczególnie istotny u kobiet karmiących, ponieważ mleko matek, które zawiera α1-2-fukozylowane glikokoniugaty, uniemożliwa adhezję bakterii i wirusów do komórek nabłonkowych, chroniąc tym samym noworodki przed biegunkami powodowanymi m.in. przez C. jejuni, E. coli, norowirusy, kaliciwirusy, a także przed infekcjami dróg moczowych oraz górnych dróg oddechowych spowodowanych m.in. przez P. aeruginosa [32,44,61,64,91,104]. Z tego też względu, mleko matek o statusie wydzielacza oddawane do banków mleka ma potencjalnie lepsze właściwości ochronne dla noworodka w porównaniu z mlekiem matek będących niewydzielaczami. Innym, ważnym zadaniem fukozylowanych glikokoniugatów w mleku ludzkim jest promowanie tworzenia prawidłowej mikroflory przewodu pokarmowego noworodków i niemowląt
Występowanie w mleku ludzkim fukozylowanych glikokoniugatów jest bardzo ważnym aspektem żywieniowym, na który należy zwrócić uwagę podczas wprowadzenia do żywienia noworodków i niemowląt sztucznych mieszanek mlecznych produkowanych na bazie mleka krowiego. Znacznie mniejsza zawartość fukozylowanych HMOs oraz glikoprotein jest najprawdopodobniej przyczyną rozwoju innego składu gatunkowego mikroflory przewodu pokarmowego. Szczególne znaczenie może to mieć u dzieci urodzonych przedwcześnie, a także noworodków i niemowląt, u których z różnych powodów istnieje potrzeba zastosowania antybiotykoterapii, która często wiąże się z wyjałowieniem przewodu pokarmowego [41]. Możliwość tworzenia pożytecznej mikroflory jelit oraz hamowanie adhezji niektórych patogenów przez fukozylowane glikokoniugaty mleka ludzkiego jest jednym z czynników mogących ograniczać występowanie posocznicy i NEC u dzieci urodzonych przedwcześnie [41,71,74]. Według Ganguli i Walker przez odmienny skład mikroflory przewodu pokarmowego dzieci karmionych mlekiem matki w porównaniu z dziećmi karmionych mieszankami mlecznymi ma istotne znaczenie dla ich zdrowia. Obecne w przewodzie pokarmowym „pożyteczne” mikroorganizmy umożliwiają trawienie i absorpcję niektórych składników pokarmowych, ograniczają ryzyko chorób/infekcji powodowanych przez patogeny oraz ograniczają powstawanie gazów jelitowych [41].
Jednym ze sposobów wzbogacenia sztucznych mieszanek mlecznych jest dodatek fruktooligosacharydów (FOS), galaktooligosacharydów (GOS) oraz inuliny, które wspierają rozwój korzystnej mikroflory jelitowej [7,43]. Obecnie coraz częściej pojawiają się pomysły suplementacji sztucznych mieszanek mlecznych, komercyjnie uzyskanymi wolnymi oligosacharydami (w tym LNnT, 2′-FL, 3-FL, 6′-SL), które skutecznie hamują adhezję niektórych patogenów obniżając w ten sposób ryzyko infekcji [43,72,116]. Wolne oligosacharydy, w tym fukozylowane HMOs w mleku ludzkim stanowią część wrodzonego układu odpornościowego i z tego powodu wzbogacenie składu dostępnych na rynku sztucznych mieszanek na bazie mleka krowiego o 2′-FL i 3-FL jest celowe.
Podziękowania
Składamy serdeczne podziękowania Pani prof. dr hab. Marii Iwonie Kątnik-Prastowskiej za cenne uwagi podczas przygotowywania niniejszej pracy.
Przypisy
- 1. Adamkin D.H.: Mother’s milk, feeding strategies, and lactoferrinto prevent necrotizing enterocolitis. JPEN J. Parenter. Enteral Nutr.,2012; 36: 25S-29S
Google Scholar - 2. Aldredge D.L., Geronimo M.R., Hua S., Nwosu C.C., Lebrilla C.B.,Barile D.: Annotation and structural elucidation of bovine milk oligosaccharidesand determination of novel fucosylated structures.Glycobiology, 2013; 23: 664-676
Google Scholar - 3. Artym J.: Udział laktoferryny w gospodarce żelazem w organizmie.Część II. Działanie przeciwmikrobiologiczne i przeciwzapalnepoprzez sekwestrację żelaza. Postępy Hig. Med. Dośw., 2010; 64:604-616
Google Scholar - 4. Artym J., Zimecki M.: Milk-derived proteins and peptides in clinicaltrials. Postępy Hig. Med. Dośw., 2013; 67: 800-816
Google Scholar - 5. Artym J., Zimecki M.: Rola laktoferryny w prawidłowym rozwojunoworodka. Postępy Hig. Med. Dośw., 2005; 59: 421-432
Google Scholar - 6. Asakuma S., Urashima T., Akahori M., Obayashi H., NakamuraT., Kimura K., Watanabe Y., Arai I., Sanai Y.: Variation of major neutraloligosaccharides levels in human colostrum. Eur. J. Clin. Nutr.,2008; 62: 488-494
Google Scholar - 7. Bakker-Zierikzee A.M., Alles M.S., Knol J., Kok F.J., Tolboom J.J.,Bindels J.G.: Effects of infant formula containing a mixture of galacto-and fructo-oligosaccharides or viable Bifidobacterium animalison the intestinal microflora during the first 4 months of life. Br. J.Nutr., 2005; 94: 783-790
Google Scholar - 8. Barboza M., Pinzon J., Wickramasinghe S., Froehlich J.W., MoellerI., Smilowitz J.T., Ruhaak L.R., Huang J., Lönnerdal B., German J.B.,Medrano J.F., Weimer B.C., Lebrilla C.B.: Glycosylation of humanmilk lactoferrin exhibits dynamic changes during early lactationenhancing its role in pathogenic bacteria-host interactions. Mol.Cell. Proteomics, 2012; 11: M111
Google Scholar - 9. Becker D.J., Lowe J.B.: Fucose: biosynthesis and biologic functionin mammals. Glycobiology, 2003; 13: 41R-53R
Google Scholar - 10. Bertino E., Giuliani F., Occhi L., Coscia A., Tonetto P., MarchinoF., Fabris C.: Benefits of donor human milk for preterm infants: currentevidence. Early Hum. Dev., 2009; 85: S9-S10
Google Scholar - 11. Best T., Kemps E., Bryan J.: Effects of saccharides on brain functionand cognitive performance. Nutr. Rev., 2005; 63: 409-418
Google Scholar - 12. Bezirtzoglou E.: The intestinal microflora during the first weeksof life. Anaerobe, 1997; 3: 173-177
Google Scholar - 13. Bezirtzoglou E., Tsiotsias A., Welling G.W.: Microbiota profile infeces of breast- and formula-fed newborns by using fluorescence insitu hybridization (FISH). Anaerobe, 2011; 17: 478-482
Google Scholar - 14. Bienenstock J., Buck R.H., Linke H., Forsythe P., Stanisz A.M.,Kunze W.A.: Fucosylated but not sialylated milk oligosaccharidesdiminish colon motor contractions. PLoS One, 2013; 8: e76236
Google Scholar - 15. Bode L.: Human milk oligosaccharides: every baby needs a sugarmama. Glycobiology, 2012; 22: 1147-1162
Google Scholar - 16. Bode L.: Recent advances on structure, metabolism, and functionof human milk oligosaccharides. J. Nutr., 2006; 136: 2127-2130
Google Scholar - 17. Bode L., Jantscher-Krenn E.: Structure-function relationships ofhuman milk oligosaccharides. Adv. Nutr., 2012; 3: 383S-391SPiśmiennictwo
Google Scholar - 18. Canny G.O., McCormick B.A.: Bacteria in the intestine, helpfulresidents or enemies from within? Infect. Immun., 2008; 76: 3360-3373
Google Scholar - 19. Charlwood J., Hanrahan S., Tyldesley R., Langridge J., Dwek M.,Camilleri P.: Use of proteomic methodology for the characterizationof human milk fat globular membrane proteins. Anal. Biochem.,2002; 301: 314-324
Google Scholar - 20. Chaturvedi P., Warren C.D., Buescher C.R., Pickering L.K., NewburgD.S.: Survival of human milk oligosaccharides in the intestineof infants. Adv. Exp. Med. Biol., 2001; 501: 315-323
Google Scholar - 21. Coppa G.V., Bruni S., Morelli L., Soldi S., Gabrielli O.: The firstprebiotics in humans: human milk oligosaccharides. J. Clin. Gastroenterol.,2004; 38: S80-S83
Google Scholar - 22. Coppa G.V., Gabrielli O., Bertino E., Zampini L., Galeazzi T., PadellaL., Santoro L., Marchesiello R.L., Galeotti F., Maccari F., Volpi N.:Human milk glycosaminoglycans: the state of the art and futureperspectives. Ital. J. Pediatr., 2013; 39: 2
Google Scholar - 23. Coppa G.V., Pierani P., Zampini L., Carloni I., Carlucci A., GabrielliO.: Oligosaccharides in human milk during different phases oflactation. Acta Paediatr. Suppl. 430, 1999; 88: 89-94
Google Scholar - 24. Coppa G.V., Zampini L., Galeazzi T., Facinelli B., Ferrante L., CaprettiR., Orazio G.: Human milk oligosaccharides inhibit the adhesionto Caco-2 cells of diarrheal pathogens: Escherichia coli, Vibrio cholerae,and Salmonella fyris. Pediatr. Res., 2006; 59: 377-382
Google Scholar - 25. Crane J.K., Azar S.S., Stam A., Newburg D.S.: Oligosaccharidesfrom human milk block binding and activity of the Escherichia coliheat-stable enterotoxin (STa) in T84 intestinal cells. J. Nutr. 1994;124: 2358-2364
Google Scholar - 26. Cravioto A., Tello A., Villafán H., Ruiz J., del Vedovo S., Neeser J.R.:Inhibition of localized adhesion of enteropathogenic Escherichia colito HEp-2 cells by immunoglobulin and oligosaccharide fractions ofhuman colostrum and breast milk. J. Infect. Dis., 1991; 163: 1247-1255
Google Scholar - 27. Crost E.H., Tailford L.E., Le Gall G., Fons M., Henrissat B., Juge N.:Utilisation of mucin glycans by the human gut symbiont Ruminococcusgnavus is strain-dependent. PLoS One, 2013; 8: e76341
Google Scholar - 28. Dallas D.C., Martin W.F., Strum J.S., Zivkovic A.M., Smilowitz J.T.,Underwood M.A., Affolter M., Lebrilla C.B., German J.B.: N-linkedglycan profiling of mature human milk by high-performance microfluidicchip liquid chromatography time-of-flight tandem massspectrometry. J. Agric. Food Chem., 2011; 59: 4255-4263
Google Scholar - 29. Dallas D.C., Sela D., Underwood M.A., German J.B., Lebrilla C.:Protein-linked glycan degradation in infants fed human milk. J. GlycomicsLipidomics, 2012; Suppl. 1: 002
Google Scholar - 30. Darwin K.H., Miller V.L.: Molecular basis of the interaction ofSalmonella with the intestinal mucosa. Clin. Microbiol. Rev., 1999;12, 405-428
Google Scholar - 31. Day C.J., Semchenko E.A., Korolik V.: Glycoconjugates play a keyrole in Campylobacter jejuni infection: interactions between host andpathogen. Front. Cell. Infect. Microbiol., 2012; 2: 9
Google Scholar - 32. De Leoz M.L., Gaerlan S.C., Strum J.S., Dimapasoc L.M., MirmiranM., Tancredi D.J., Smilowitz J.T., Kalanetra K.M., Mills D.A., GermanJ.B., Lebrilla C.B., Underwood M.A.: Lacto-N-tetraose, fucosylation, and secretor status are highly variable in human milk oligosaccharidesfrom women delivering preterm. J. Proteome Res., 2012;11: 4662-4672
Google Scholar - 33. DiBiasie A.: Evidence-based review of retinopathy of prematurityprevention in VLBW and ELBW infants. Neonatal Netw., 2006;25: 393-403
Google Scholar - 34. Duska-McEwen G., Senft A.P, Ruetschilling T.L, Barrett E.G., BuckR.H.: Human milk oligosaccharides enhance innate immunity torespiratory syncytial virus and influenza in vitro. Food Nutr. Sci.,2014; 5: 1387-1398
Google Scholar - 35. Eidelman A.I.: Breastfeeding and the use of human milk: ananalysis of the American Academy of Pediatrics 2012 BreastfeedingPolicy Statement. Breastfeed. Med., 2012; 7: 323-324
Google Scholar - 36. Eiwegger T., Stahl B., Haidl P., Schmitt J., Boehm G., DehlinkE., Urbanek R., Szépfalusi Z.: Prebiotic oligosaccharides: in vitroevidence for gastrointestinal epithelial transfer and immunomodulatoryproperties. Pediatr. Allergy Immunol., 2010; 21: 1179-1188
Google Scholar - 37. Engfer M.B., Stahl B., Finke B., Sawatzki G., Daniel H.: Humanmilk oligosaccharides are resistant to enzymatic hydrolysis in theupper gastrointestinal tract. Am. J. Clin. Nutr., 2000; 71: 1589-1596
Google Scholar - 38. ESPGHAN Committee on Nutrition, Agostoni C., Braegger C., DecsiT., Kolacek S., Koletzko B., Michaelsen K.F., Mihatsch W., MorenoL.A., Puntis J., Shamir R., Szajewska H., Turck D., van Goudoever J.:Breast-feeding: a commentary by the ESPGHAN Committee on Nutrition.J. Pediatr. Gastroenterol. Nutr., 2009; 49: 112-125
Google Scholar - 39. Falk P., Roth K.A., Boren T., Westblom T.U., Gordon J.I., NormarkS.: An in vitro adherence assay reveals that Helicobacter pylori exhibitscell lineage-specific tropism in the human gastric epithelium. Proc.Natl. Acad. Sci. USA, 1993; 90: 2035-2039
Google Scholar - 40. Froehlich J.W., Dodds E.D., Barboza M., McJimpsey E.L., SeipertR.R., Francis J., An H.J., Freeman S., German J.B., Lebrilla C.B.: Glycoproteinexpression in human milk during lactation. J. Agric. FoodChem., 2010; 58: 6440-6448
Google Scholar - 41. Ganguli K., Walker W.A.: Probiotics in the prevention of necrotizingenterocolitis. J. Clin. Gastroenterol., 2011; 45: S133-S138
Google Scholar - 42. García-Montoya I.A., Cendón T.S., Arévalo-Gallegos S., RascónCruzQ.: Lactoferrin a multiple bioactive protein: an overview. Biochim.Biophys. Acta, 2012; 1820: 226-236
Google Scholar - 43. Garrido D., Dallas D.C., Mills D.A.: Consumption of human milkglycoconjugates by infant-associated bifidobacteria: mechanismsand implications. Microbiology, 2013; 159: 649-664
Google Scholar - 44. Georgi G., Bartke N., Wiens F., Stahl B.: Functional glycans andglycoconjugates in human milk. Am. J. Clin. Nutr., 2013; 98: 578S-585S
Google Scholar - 45. Gnoth M.J., Kunz C., Kinne-Saffran E., Rudloff S.: Human milkoligosaccharides are minimally digested in vitro. J. Nutr., 2000; 130:3014-3020
Google Scholar - 46. Goehring K.C., Kennedy A.D., Prieto P.A., Buck R.H.: Direct evidencefor the presence of human milk oligosaccharides in the circulationof breastfed infants. PLoS One, 2014; 9: e101692
Google Scholar - 47. Goldman A.S.: The immune system in human milk and the developinginfant. Breastfeed. Med., 2007; 2: 195-204
Google Scholar - 48. Goldman A.S., Chheda S., Garofalo R.: Evolution of immunologicfunctions of the mammary gland and the postnatal development ofimmunity. Pediatr. Res., 1998; 43: 155-162
Google Scholar - 49. Górska S., Jarząb A., Gamian A.: Bakterie probiotyczne w przewodziepokarmowym człowieka jako czynnik stymulujący układodpornościowy. Postępy Hig. Med. Dośw., 2009; 63: 653-667
Google Scholar - 50. Hanisch F.G., Müller S.: MUC1: the polymorphic appearance ofa human mucin. Glycobiology, 2000; 10: 439-449
Google Scholar - 51. Harmsen H.J., Wildeboer-Veloo A.C., Raangs G.C., WagendorpA.A., Klijn N., Bindels J.G., Welling G.W.: Analysis of intestinal floradevelopment in breast-fed and formula-fed infants by using molecularidentification and detection methods. J. Pediatr. Gastroenterol.Nutr., 2000; 30: 61-67
Google Scholar - 52. Hart G.W.: Sweet insights into learning and memory. Nat. Chem.Biol., 2006; 2: 67-68
Google Scholar - 53. Hylander M.A., Strobino D.M., Dhanireddy R.: Human milk feedingsand infection among very low birth weight infants. Pediatrics,1998; 102: E38
Google Scholar - 54. Jiang X., Huang P., Zhong W., Tan M., Farkas T., Morrow A.L.,Newburg D.S., Ruiz-Palacios G.M., Pickering L.K.: Human milk containselements that block binding of noroviruses to human histobloodgroup antigens in saliva. J. Infect. Dis., 2004; 190: 1850-1859
Google Scholar - 55. Katayama T., Sakuma A., Kimura T., Makimura Y., Hiratake J.,Sakata K., Yamanoi T., Kumagai H., Yamamoto K.: Molecular cloningand characterization of Bifidobacterium bifidum 1,2-α-L-fucosidase(AfcA), a novel inverting glycosidase (glycoside hydrolase family95). J. Bacteriol., 2004; 186: 4885-4893
Google Scholar - 56. Kątnik-Prastowska I., Orczyk-Pawiłowicz M.: Expression andpotential biological role of α(1,2)fucosylated glycotopes on amnioticand seminal fibronectins. Biochem. Soc. Trans., 2011; 39: 355-359
Google Scholar - 57. Koning N., Kessen S.F., Van Der Voorn J.P., Appelmelk B.J., JeurinkP.V., Knippels L.M., Garssen J., Van Kooyk Y.: Human milk blocks DCSIGN-pathogeninteraction via MUC1. Front. Immunol., 2015; 6: 112
Google Scholar - 58. Landberg E., Huang Y., Strömqvist M., Mechref Y., Hansson L.,Lundblad A., Novotny M.V., Påhlsson P.: Changes in glycosylation ofhuman bile-salt-stimulated lipase during lactation. Arch. Biochem.Biophys., 2000; 377: 246-254
Google Scholar - 59. Lesman-Movshovich E., Lerrer B., Gilboa-Garber N.: Blockingof Pseudomonas aeruginosa lectins by human milk glycans. Can. J.Microbiol., 2003; 49: 230-235
Google Scholar - 60. Liao Y., Alvarado R., Phinney B., Lönnerdal B.: Proteomic characterizationof human milk fat globule membrane proteins duringa 12 month lactation period. J. Proteome Res., 2011; 10: 3530-3541
Google Scholar - 61. Lin A.E, Autran C.A., Espanola S.D., Bode L., Nizet V.: Humanmilk oligosaccharides protect bladder epithelial cells against uropathogenicEscherichia coli invasion and cytotoxicity. J. Infect. Dis.,2014; 209: 389-398
Google Scholar - 62. Lis J., Orczyk-Pawiłowicz M., Kątnik-Prastowska I.: Białka mlekaludzkiego zaangażowane w procesy immunologiczne. Postępy Hig.Med. Dośw., 2013; 67: 529-547
Google Scholar - 63. Liu B., Newburg D.S.: Human milk glycoproteins protect infantsagainst human pathogens. Breastfeed. Med., 2013; 8: 354-362
Google Scholar - 64. Liu B., Yu Z., Chen C., Kling D.E., Newburg D.S.: Human milk mucin 1 and mucin 4 inhibit Salmonella enterica serovar Typhimurium invasionof human intestinal epithelial cells in vitro. J. Nutr., 2012; 142: 1504-1509
Google Scholar - 65. LoCascio R.G., Ninonuevo M.R., Freeman S.L., Sela D.A., Grimm R.,Lebrilla C.B., Mills D.A., German J.B.: Glycoprofiling of bifidobacterialconsumption of human milk oligosaccharides demonstrates strainspecific, preferential consumption of small chain glycans secretedin early human lactation. J. Agric. Food Chem., 2007; 55: 8914-8919
Google Scholar - 66. Lorenzini C.G., Baldi E., Bucherelli C., Sacchetti B., Tassoni G.:2-Deoxy-D-galactose effects on passive avoidance memorization inthe rat. Neurobiol. Learn. Mem., 1997; 68: 317-324
Google Scholar - 67. Macpherson A.J., Harris N.L.: Interactions between commensalintestinal bacteria and the immune system. Nat. Rev. Immunol.,2004; 4: 478-485
Google Scholar - 68. Marcobal A., Barboza M., Froehlich J.W., Block D.E., GermanJ.B., Lebrilla C.B., Mills D.A.: Consumption of human milk oligosaccharidesby gut-related microbes. J. Agric. Food Chem., 2010; 58:5334-5340
Google Scholar - 69. Martin-Sosa S., Martin M.J., Hueso P.: The sialylated fraction ofmilk oligosaccharides is partially responsible for binding to enterotoxigenic and uropathogenic Escherichia coli human strains. J. Nutr.,2002; 132: 3067-3072
Google Scholar - 70. Matthies H., Staak S., Krug M.: Fucose and fucosyllactose enhancein-vitro hippocampal long-term potentiation. Brain Res., 1996;725: 276-280
Google Scholar - 71. McGuire W., Anthony M.Y.: Donor human milk versus formulafor preventing necrotising enterocolitis in preterm infants: systematicreview. Arch. Dis. Child. Fetal Neonatal Ed., 2003; 88: F11-F14
Google Scholar - 72. Mehra R., Barile D., Marotta M., Lebrilla C.B., Chu C., GermanJ.B.: Novel high-molecular weight fucosylated milk oligosaccharidesidentified in dairy streams. PLoS One, 2014; 9: e96040
Google Scholar - 73. Molinari C.E., Casadio Y.S., Hartmann B.T., Livk A., BringansS., Arthur P.G., Hartmann P.E.: Proteome mapping of human skimmilk proteins in term and preterm milk. J. Proteome Res., 2012; 11:1696-1714
Google Scholar - 74. Morowitz M.J., Poroyko V., Caplan M., Alverdy J., Liu D.C.: Redefiningthe role of intestinal microbes in the pathogenesis of necrotizingenterocolitis. Pediatrics, 2010; 125: 777-785
Google Scholar - 75. Morrow A.L., Ruiz-Palacios G.M., Jiang X., Newburg D.S.: Humanmilkglycans that inhibit pathogen binding protect breast-feedinginfants against infectious diarrhea. J. Nutr., 2005; 135: 1304-1307
Google Scholar - 76. Murrey H.E., Gama C.I., Kalovidouris S.A., Luo W.I., Driggers E.M.,Porton B., Hsieh-Wilson L.C.: Protein fucosylation regulates synapsinIa/Ib expression and neuronal morphology in primary hippocampalneurons. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2006; 103: 21-26
Google Scholar - 77. Naarding M.A., Dirac A.M., Ludwig I.S., Speijer D., LindquistS., Vestman E.L., Stax M.J., Geijtenbeek T.B., Pollakis G., Hernell O.,Paxton W.A.: Bile salt-stimulated lipase from human milk binds DCSIGNand inhibits human immunodeficiency virus type 1 transferto CD4+ T cells. Antimicrob. Agents Chemother., 2006; 50: 3367-3374
Google Scholar - 78. Naarding M.A., Ludwig I.S., Groot F., Berkhout B., GeijtenbeekT.B., Pollakis G., Paxton W.A.: Lewis X component in human milkbinds DC-SIGN and inhibits HIV-1 transfer to CD4+ T lymphocytes.J. Clin. Invest., 2005; 115: 3256-3264
Google Scholar - 79. Newburg D.S.: Neonatal protection by an innate immune systemof human milk consisting of oligosaccharides and glycans. J. Anim.Sci., 2009; 87, Suppl. 1: 26-34
Google Scholar - 80. Newburg D.S., Pickering L.K., McCluer R.H., Cleary T.G.: Fucosylatedoligosaccharides of human milk protect suckling mice fromheat-stabile enterotoxin of Escherichia coli. J. Infect. Dis., 1990; 162:1075-1080
Google Scholar - 81. Nwosu C.C., Aldredge D.L., Lee H., Lerno L.A., Zivkovic A.M., GermanJ.B., Lebrilla C.B.: Comparison of the human and bovine milkN-glycome via high-performance microfluidic chip liquid chromatographyand tandem mass spectrometry. J. Proteome Res., 2012;11: 2912-2924
Google Scholar - 82. Orczyk-Pawiłowicz M.: Znaczenie fukozylacji glikokoniugatóww zdrowiu i chorobie. Postępy Hig. Med. Dośw., 2007; 61: 240-252
Google Scholar - 83. Orczyk-Pawiłowicz M., Hirnle L., Berghausen-Mazur M., KątnikPrastowskaI.: Lactation stage-related expression of sialylated andfucosylated glycotopes of human milk α-1-acid glycoprotein. Breastfeed.Med., 2014; 9: 313-319
Google Scholar - 84. Orczyk-Pawiłowicz M., Hirnle L., Berghausen-Mazur M., KątnikPrastowskaI.: Terminal glycotope expression on milk fibronectindiffers from plasma fibronectin and changes over lactation. Clin.Biochem., 2015; 48: 167-173
Google Scholar - 85. Pan F., Zhao X., Waigh T.A., Lu J.R., Miano F.: Interfacial adsorptionand denaturization of human milk and recombinant rice lactoferrin.Biointerphases, 2008; 3: FB36
Google Scholar - 86. Parry S., Hanisch F.G., Leir S.H., Sutton-Smith M., Morris H.R.,Dell A., Harris A.: N-Glycosylation of the MUC1 mucin in epithelialcells and secretions. Glycobiology, 2006; 16: 623-634
Google Scholar - 87. Patton S.: Detection of large fragments of the human milk mucinMUC-1 in feces of breast-fed infants. J. Pediatr. Gastroenterol.Nutr., 1994; 18: 225-230
Google Scholar - 88. Patton S., Gendler S.J., Spicer A.P.: The epithelial mucin, MUC1,of milk, mammary gland and other tissues. Biochim. Biophys. Acta,1995; 1241: 407-423
Google Scholar - 89. Penders J., Thijs C., Vink C., Stelma F.F., Snijders B., KummelingI., van den Brandt P.A., Stobberingh E.E.: Factors influencing thecomposition of the intestinal microbiota in early infancy. Pediatrics,2006; 118: 511-521
Google Scholar - 90. Perret S., Sabin C., Dumon C., Pokorná M., Gautier C., GalaninaO., Ilia S., Bovin N., Nicaise M., Desmadril M., Gilboa-Garber N., WimmerováM., Mitchell E.P., Imberty A.: Structural basis for the interactionbetween human milk oligosaccharides and the bacterial lectinPA-IIL of Pseudomonas aeruginosa. Biochem. J., 2005; 389: 325-332
Google Scholar - 91. Peterson R., Cheah W.Y., Grinyer J., Packer N.: Glycoconjugatesin human milk: protecting infants from disease. Glycobiology, 2013;23: 1425-1438
Google Scholar - 92. Pohle W., Acosta L., Rüthrich H., Krug M., Matthies H.: Incorporationof [3H]fucose in rat hippocampal structures after conditioningby perforant path stimulation and after LTP-producing tetanization.Brain Res., 1987; 410: 245-256
Google Scholar - 93. Pytrus T., Iwańczak F.: Leczenie ostrych biegunek u dzieci. NowaPediatria, 2002; 3: 149-158
Google Scholar - 94. Reynolds J.D.: The management of retinopathy of prematurity.Paediatr. Drugs, 2001; 3: 263-272
Google Scholar - 95. Royle L., Roos A., Harvey D.J., Wormald M.R., van Gijlswijk-JanssenD., Redwan el-R.M., Wilson I.A., Daha M.R., Dwek R.A., Rudd P.M.:Secretory IgA N- and O-glycans provide a link between the innateand adaptive immune systems. J. Biol. Chem., 2003; 278: 20140-20153
Google Scholar - 96. Ruiz-Moyano S., Totten S.M., Garrido D.A., Smilowitz J.T., GermanJ.B., Lebrilla C.B., Mills D.A.: Variation in consumption of humanmilk oligosaccharides by infant gut-associated strains of Bifidobacteriumbreve. Appl. Environ. Microbiol., 2013; 79: 6040-6049
Google Scholar - 97. Ruiz-Palacios G.M., Cervantes L.E., Ramos P., Chavez-MunguiaB., Newburg D.S.: Campylobacter jejuni binds intestinal H(O) antigen(Fucα1,2Galβ1,4GlcNAc), and fucosyloligosaccharides of humanmilk inhibit its binding and infection. J. Biol. Chem., 2003; 278:14112-14120
Google Scholar - 98. Ruvoën-Clouet N., Mas E., Marionneau S., Guillon P., LombardoD., Le Pendu J.: Bile-salt-stimulated lipase and mucins from milk of‚secretor’ mothers inhibit the binding of Norwalk virus capsids totheir carbohydrate ligands. Biochem. J., 2006; 393: 627-634
Google Scholar - 99. Saeland E., de Jong M.A., Nabatov A.A., Kalay H., GeijtenbeekT.B., van Kooyk Y.: MUC1 in human milk blocks transmission of humanimmunodeficiency virus from dendritic cells to T cells. Mol.Immunol., 2009; 46: 2309-2316
Google Scholar - 100. Savino F., Cordisco L., Tarasco V., Locatelli E., Di Gioia D., OggeroR., Matteuzzi D.: Antagonistic effect of Lactobacillus strains againstgas-producing coliforms isolated from colicky infants. BMC Microbiol.,2011; 11: 157
Google Scholar - 101. Savino F., Cresi F., Pautasso S., Palumeri E., Tullio V., Roana J.,Silvestro L., Oggero R.: Intestinal microflora in breastfed colicky andnon-colicky infants. Acta Paediatr., 2004; 93: 825-829
Google Scholar - 102. Sela D.A., Garrido D., Lerno L., Wu S., Tan K., Eom H.J., JoachimiakA., Lebrilla C.B., Mills D.A.: Bifidobacterium longum subsp.infantis ATCC 15697 α-fucosidases are active on fucosylated humanmilk oligosaccharides. Appl. Environ. Microbiol., 2012; 78: 795-803
Google Scholar - 103. Sharon N., Ofek I.: Safe as mother’s milk: carbohydrates as futureanti-adhesion drugs for bacterial diseases. Glycoconj. J., 2000;17: 659-664
Google Scholar - 104. Sheinfeld J., Schaeffer A.J., Cordon-Cardo C., Rogatko A., FairW.R.: Association of the Lewis blood-group phenotype with recurrenturinary tract infections in women. N. Engl. J. Med., 1989; 320: 773-777
Google Scholar - 105. Smilowitz J.T., Totten S.M., Huang J., Grapov D., Durham H.A.,Lammi-Keefe C.J., Lebrilla C., German J.B.: Human milk secretoryimmunoglobulin A and lactoferrin N-glycans are altered in womenwith gestational diabetes mellitus. J. Nutr., 2013; 143: 1906-1912
Google Scholar - 106. Staudacher E., Altmann F., Wilson I.B., März L.: Fucose in N-glycans:from plant to man. Biochim. Biophys. Acta, 1999; 1473: 216-236
Google Scholar - 107. Thum C., Cookson A.L., Otter D.E., McNabb W.C., HodgkinsonA.J., Dyer J., Roy N.C.: Can nutritional modulation of maternal intestinalmicrobiota influence the development of the infant gastrointestinaltract? J. Nutr., 2012; 142: 1921-1928
Google Scholar - 108. Totten S.M., Zivkovic A.M., Wu S., Ngyuen U., Freeman S.L.,Ruhaak L.R., Darboe M.K., German J.B., Prentice A.M., Lebrilla C.B.:Comprehensive profiles of human milk oligosaccharides yield highlysensitive and specific markers for determining secretor status inlactating mothers. J. Proteome Res., 2012; 11: 6124-6133
Google Scholar - 109. Tu Z., Lin Y.N., Lin C.H.: Development of fucosyltransferase andfucosidase inhibitors. Chem. Soc. Rev., 2013; 42: 4459-4475
Google Scholar - 110. Urashima T., Asakuma S., Leo F., Fukuda K., Messer M., OftedalO.T.: The predominance of type I oligosaccharides is a feature specificto human breast milk. Adv. Nutr., 2012; 3: 473S-482S
Google Scholar - 111. van Berkel P.H., van Veen H.A., Geerts M.E., de Boer H.A.,Nuijens J.H.: Heterogeneity in utilization of N-glycosylation sitesAsn624 and Asn138 in human lactoferrin: a study with glycosylation-sitemutants. Biochem. J., 1996; 319: 117-122
Google Scholar - 112. van Neerven R.J., Knol E.F., Heck J.M., Savelkoul H.F.: Whichfactors in raw cow’s milk contribute to protection against allergies?J. Allergy Clin. Immunol., 2012; 130: 853-858
Google Scholar - 113. Wacklin P., Mäkivuokko H., Alakulppi N., Nikkilä J., Tenkanen H.,Räbinä J., Partanen J., Aranko K., Mättö J.: Secretor genotype (FUT2gene) is strongly associated with the composition of Bifidobacteriain the human intestine. PLoS One, 2011; 6: e20113
Google Scholar - 114. Wang B., Mao Y.K., Diorio C., Pasyk M., Wu R.Y., BienenstockJ., Kunze W.A.: Luminal administration ex vivo of a live Lactobacillusspecies moderates mouse jejunal motility within minutes. FASEB J.,2010; 24: 4078-4088
Google Scholar - 115. Wang C.S., Dashti A., Jackson K.W., Yeh J.C., Cummings R.D.,Tang J.: Isolation and characterization of human milk bile salt-activatedlipase C-tail fragment. Biochemistry, 1995; 34: 10639-10644
Google Scholar - 116. Weichert S., Jennewein S., Hüfner E., Weiss C., Borkowski J.,Putze J., Schroten H.: Bioengineered 2’-fucosyllactose and 3-fucosyllactoseinhibit the adhesion of Pseudomonas aeruginosa and entericpathogens to human intestinal and respiratory cell lines. Nutr.Res., 2013; 33: 831-838
Google Scholar - 117. Wiederschain G.Y., Newburg D.S.: Glycoconjugate stability inhuman milk: glycosidase activities and sugar release. J. Nutr. Biochem.,2001; 12: 559-564
Google Scholar - 118. Wilson N.L., Robinson L.J., Donnet A., Bovetto L., Packer N.H.,Karlsson N.G.: Glycoproteomics of milk: differences in sugar epitopeson human and bovine milk fat globule membranes. J. ProteomeRes., 2008; 7: 3687-3696
Google Scholar - 119. World Health Organizationhttp://www.who.int/nutrition/publications/infantfeeding/nut_adequacy_of_exc_bfeeding_eng (07.10.2014)
Google Scholar - 120. Wu S., Grimm R., German J.B., Lebrilla C.B.: Annotation andstructural analysis of sialylated human milk oligosaccharides. J.Proteome Res., 2011; 10: 856-868
Google Scholar - 121. Wu S., Tao N., German J.B., Grimm R., Lebrilla C.B.: Developmentof an annotated library of neutral human milk oligosaccharides. J.Proteome Res., 2010; 9: 4138-4151
Google Scholar - 122. Yen M.H., Wu A.M., Yang Z., Gong Y.P., Chang E.T.: Recognitionroles of the carbohydrate glycotopes of human and bovine lactofer rins in lectin-N-glycan interactions. Biochim. Biophys. Acta, 2011;1810: 139-149
Google Scholar - 123. Yu Z.T., Chen C., Kling D.E., Liu B., McCoy J.M., Merighi M., HeidtmanM., Newburg D.S.: The principal fucosylated oligosaccharidesof human milk exhibit prebiotic properties on cultured infantmicrobiota. Glycobiology, 2013; 23: 169-177
Google Scholar - 124. Yu Z.T., Chen C., Newburg D.S.: Utilization of major fucosylatedand sialylated human milk oligosaccharides by isolated human gutmicrobes. Glycobiology, 2013; 23: 1281-1292
Google Scholar - 125. Zimecki M., Artym J.: Therapeutic properties of proteins andpeptides from colostrum and milk. Postępy Hig. Med. Dośw., 2005;59: 309-323
Google Scholar